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Extracción de ADN de Pyura

Extracción de ADN de Pyura


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Estoy luchando con la extracción de ADN genómico de diferentes muestras de Pyura chilensis; el ADN se degrada como puede verse en el gel.

Siempre hemos utilizado el kit de purificación de ADN genómico GeneJET (de ThermoFisher) y funciona bien para muestras de otras especies; por lo que el kit no es el problema.

Siempre hemos utilizado muestras de tejido almacenadas en etanol al 95% (que se lavan con agua antes de la extracción de ADN), pero el problema persiste independientemente de si las muestras tienen un día o unos pocos años. El método de almacenamiento parece funcionar bien para la extracción de ADNg de otras especies.

Entonces, supongo que el problema está en Pyura. Así que tengo que averiguar si la extracción o el almacenamiento no son apropiados para Pyura. Leí que Pyura tiene mucho cobre. Planeamos usar un nuevo tampón para almacenarlo: DMSO saturado con sal, que contiene EDTA.

Me gustaría preguntar si alguno de ustedes ha trabajado alguna vez con este organismo (y si lo ha hecho, ¿cómo se las arregló para extraer el ADN de él?). ¿Tiene alguna sugerencia sobre algún protocolo de purificación de ADN?

El primer carril es la escalera (1 kb) y los últimos 3 carriles con una cosa larga y borrosa en lugar de bandas son mis muestras de ADN.


Con referencia a su foto de gel, el ADN genómico (en las tres líneas de muestra de Pyura) no se ve muy degradado. Si el marcador de tamaño es una escalera de 1 Kb, entonces la mayoría del ADN es de alto tamaño molecular. Durante la extracción, es común que el ADN de alto peso molecular se "corte" hasta cierto punto (se rompa mecánicamente en fragmentos más pequeños). Esto puede aparecer como el desmayarse frotis hacia abajo. Los carriles también pueden estar algo sobrecargados. Puede intentar utilizar una técnica de extracción más suave y ver si ayuda a su satisfacción. Cualquiera de los que mencionas funcionará.

El ADN genómico muy degradado aparecería como una "mancha" más intensa cerca de la parte inferior del estándar de tamaño de 1 Kb.


Esto es de un trabajo publicado por Segovia et al. 2017:

Se utilizó tejido del manto (0,2 g) de cada individuo para extraer el ADN utilizando el DNeasy Blood® & Tissue Kit (QIAGEN®, EE. UU.) De acuerdo con las instrucciones del fabricante. La cantidad / pureza del ADN se midió en Nanodrop 2000 (Thermo, EE. UU.).

Han hecho la identificación de SNP del genoma. Así que supongo que su ADNg habría sido de una calidad decente.


Extracción de ADN de Pyura - Biología

Informe de práctica de laboratorio de zoología sistemática, agosto de 2010

Citocromo C subunidad de oxidasa I secuencia parcial de un copépodo calanoide putativo obtenido de Pyura vittata (Cordados: Ascidiacea: Pleurogona: Pyuridae)

División de Biología, Departamento de Ciencias Biológicas, Facultad de Ciencias, Universidad de Hokkaido, Sapporo 060-0810, Japón

Material y métodos
Se obtuvo una ascidia sutilmente en Oshoro Bay, Hokkaido, Japón, alrededor de 43 & deg12 & primeN, 140 & deg51 & primeE, el 31 de mayo de 2010 por Shin Hayase, fotografiada e identificada por Hiroshi Kajihara como Pyura vittata basado en Nishikawa (1992: 600, pl. 144-1) antes de fijarlo en EtOH al 99%. Se extrajo ADN del tracto digestivo de la muestra, utilizando el método de sílice (Boom et al. 1990) con algunas modificaciones. El ADN extraído se disolvió en 30 μl de agua desionizada y se conservó a 20 ° C. El espécimen restante del comprobante morfológico se ha depositado en el Museo de la Universidad de Hokkaido con el número de catálogo ICHU22080146 (contacto: Dr. Hiroshi Kajihara, [email protected]).
Un fragmento de aproximadamente 600 pb del citocromo mitocondrial C El gen de la subunidad I de la oxidasa (COI) se amplificó mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) usando LCO1490 (5 & prime-GGTCAACAAATCATAAAGATATTGG-3 & prime) y HCO2198 (5 & prime-TAAACTTCAGGGTGACCAAAAAATCA-3 & prime) (Folmer et al. 1994). Se realizó una PCR de inicio en caliente mediante un termociclador, iCycler (Bio-Rad), en un volumen de reacción de 20 microlitros que contenía 1 microlitro de ADN total de plantilla (aproximadamente 10 microlitros de 100 ng) y 19 microlitros de premezcla hecha con agua desionizada 632 microlitros, 80- y microl Ex Taq Tampón (TaKara Bio), 64 y microlitros de dNTP (cada 25 mM), 8 y microlitros de cada cebador (cada 10 y microM) y TaKara Ex de 0,1 y microlitros Taq (5 U / & microl, TaKara Bio). La condición de ciclo térmico comprendió una desnaturalización inicial a 95 ° C durante 30 segundos 30 ciclos de desnaturalización a 95 ° C durante 30 segundos, recocido a 45 ° C durante 30 segundos, y un alargamiento a 72 ° C durante 45 ° C y un alargamiento final a 72 ° C durante 7 min.
El producto de PCR se purificó con el método de sílice (Boom et al. 1990). Ambas hebras se secuenciaron con un kit de secuenciación de ciclo BigDye & reg Terminator v3.1 (Applied Biosystems) siguiendo el protocolo del fabricante, utilizando el mismo conjunto de cebadores que la amplificación por PCR inicial. La secuenciación se realizó con ABI Prism 3730 DNA Analyzer (Applied Biosystems). Los datos del cromatograma y la secuencia se operaron con el software MEGA v4 (Tamura et al. 2007).

Resultados y discusión
Se obtuvo un total de 606 pb de secuencia COI. Sin embargo, una búsqueda BLAST de nucleótidos de esta secuencia en el Centro Nacional de Información Biotecnológica indicó que la secuencia probablemente provenía de un copépodo calanoide, en lugar de la ascidia. Se concluye que se debe tener cuidado para evitar el tracto digestivo para la extracción de ADN de ascidias.

Taxonomía
Filo Chordata
Clase Ascidiacea
Familia Pyuridae Hartmeyer, 1908
Género Pyura Molina, 1782
Pyura vittata (Stimpson, 1852)
(Figura 1)



Figura 1. Pyura vittata (Stimpson, 1852) (ICHU22080146), vista lateral.

Boom, R., Sol., C. J. A., Salimans, M. M. M., Jansen, C. L., Wertheim-van Dillen, P. M. E. y van der Noordaa, J. 1990. Método rápido y sencillo para la purificación de ácidos nucleicos. Revista de microbiología clínica28: 495 y ndash503.

Folmer, O., Black, M., Hoeh, W., Lutz, R. y Vrijenhoek, R. 1994. Cebadores de ADN para la amplificación del citocromo mitocondrial C subunidad I de oxidasa de diversos invertebrados metazoarios. Biología y biotecnología marina molecular 3: 294 y ndash299.

Nishikawa, T. 1999. Chordata. Páginas. 573 y ndash608. En: Nishimura, S. (Ed.) Guía de animales costeros de Japón con imágenes en color y claves. Vol. II. Hoikusha, Osaka. xii + pls 73 y ndash144 + 663 págs.

Tamura, K., Dudley, J., Nei, M. y Kumar, S. 2007. MEGA4: Software de análisis de genética evolutiva molecular (MEGA) versión 4.0. Filogenética molecular y evolución 24: 1596 y ndash1599.


Apéndice
Secuencia COI de ICHU22080146 (identificada como ascidia Pyura vittata), aunque lo más probable es que represente un copépodo calanoide.


Esta breve actividad ayuda a los estudiantes a visualizar una de las moléculas más importantes del planeta, el ADN. La actividad se puede realizar con materiales simples que se encuentran en la mayoría de los hogares. Usamos plátanos, pero también se pueden usar fresas u otra fruta lo suficientemente blanda como para machacar. La actividad está escrita para estudiantes de secundaria o de un nivel superior, pero con una orientación más intensa, esta actividad es útil para estudiantes de cualquier edad.

Tiempo requerido: 45 minutos

  • Un recipiente de jabón y sal debería ser más que suficiente para que lo use una clase numerosa, pero sugerimos tener dos de cada uno a mano por si acaso.
  • Esta actividad generalmente funciona mejor con grupos pequeños de estudiantes, cada uno trabajando en su propia extracción de banano. Esto también hace que sea probable que al menos un grupo tenga ADN muy visible.
  • Asegúrese de tener bolsas con cierre adicionales y filtros de café adicionales a mano, en caso de que se rompa.
  • Si un filtro de café se rompe y la papilla de plátano cae al fondo del vaso, viértela de nuevo en la bolsa, asegúrate de colocar un filtro nuevo y vierte la papilla más lentamente, dejándola escurrir mientras viertes.

Extensiones:

Cuando se combina con lecturas adicionales de Ask A Biologist, o con asignaciones breves adicionales, esta actividad de extracción de ADN puede cumplir con varios estándares de aprendizaje.

  • La historia "ADN ABC" ayudará a los estudiantes a comprender la importancia del ADN para la vida, así como la estructura química y física del ADN.
  • La página de la historia “Aclarando la genética” ayudará a los estudiantes a diferenciar entre genes y cromosomas, y a comprender los alelos.
  • Para los estudiantes de secundaria, la historia "Controlling Genes" les ayudará a comprender la síntesis de proteínas.
  • Los estudiantes pueden intentar averiguar cuánto ADN hay en un cuerpo humano adulto. Puede proporcionarles la siguiente información o hacer que la busquen en línea:

      Celular

      • La historia "Building Blocks of Life" ayudará a los estudiantes a comprender la estructura y función celular.
      • La historia "Células que viven en células" ayudará a los estudiantes a comprender los diferentes tipos de células que existen.
      1. Los estudiantes comprenderán que las moléculas pequeñas son tangibles.
      2. Los estudiantes seguirán las instrucciones y comprenderán que los productos químicos básicos (sales y detergentes) se pueden usar para descomponer células y partes celulares y hacer que las moléculas se adhieran a otras moléculas.
      3. EXTENSIÓN: Los estudiantes obtendrán una comprensión básica de la estructura del ADN.
      4. EXTENSIÓN: Los estudiantes comprenderán las células y que rompieron la membrana celular y la membrana nuclear para llegar al ADN.

      Técnica de extracción de ADN

      En este experimento, el objetivo es extraer el ADN de una muestra de fruta. Se necesita algún conocimiento de la base científica detrás de la extracción de ADN para hacer esto.

      El proceso de extracción de ADN es un procedimiento bioquímico bastante simple que se puede dividir en tres pasos principales: romper la célula (lisis), destruir las membranas dentro de la célula y precipitar el ADN de la solución.

      Las siguientes secciones describen cómo se relaciona cada paso con las propiedades físicas y bioquímicas del ADN.


      • Tampón de extracción de ADN: 1000 ml de agua desionizada, 50 ml de detergente para platos transparente, 1 cucharadita de sal
      • Fresa (otras frutas también funcionan)
      • Bolsa ziploc, filtros de café y embudos
      • Tubos de ensayo, vasos de precipitados o tazas para recoger el filtrado.
      • Etanol o alcohol isopropílico al 91% (refrigerado)

      1. Agregue una fresa (o la mitad) a una bolsa de almacenamiento Ziploc.
      2. Agregue 10 ml del tampón de extracción de ADN y triture la fresa y el tampón durante aproximadamente un minuto.
      3. Utilice un embudo y filtros de café para filtrar el jugo de fresa en un vaso de precipitados.
      4. Transfiera el filtrar a un tubo de ensayo, solo debe llenar el tubo de ensayo hasta la mitad y evitar transferir espuma.
      5. Vierta lentamente o gotee alcohol frío sobre la parte superior de la mezcla de fresas. Quieres una sola capa encima de la mezcla de fresas.
      6. Se formarán hebras blancas en la capa de etanol, use una varilla para remover o un palillo de dientes para enrollar las hebras.


      Introducción

      Con miles de especies descritas, ascidias o ascidias (filo: Chordata, subfilo: Tunicata, clase: Ascidiacea) forman un grupo único de cordados marinos sésiles no vertebrados (Shenkar y Swalla 2011 Shenkar et al. 2012). Debido a su posición sistemática clave como clado hermano de vertebrados (Delsuc et al. 2006 Singh et al. 2009), las ascidias tienen un papel fundamental en los estudios de desarrollo evolutivo y se han convertido en modelos animales importantes en genómica comparada (Dahlberg et al. 2009). . Desde el punto de vista ecológico, su ciclo de vida relativamente corto, su capacidad para prosperar en ambientes eutróficos (ricos en nutrientes) y la falta de depredadores importantes contribuyen a su éxito en ambientes recién introducidos (Lambert 2001 Shenkar y Loya 2008). El corolario es que las ascidias se encuentran entre las peores especies marinas invasoras y que su tasa de introducción ha aumentado durante la última década (Lambert 2009). Por lo tanto, es esencial desarrollar herramientas que nos permitan distinguir las especies no indígenas de las indígenas y determinar las poblaciones de origen de las especies introducidas. Desafortunadamente, la sistemática de la ascidia es notoriamente difícil, porque las especies se clasifican principalmente en función de los caracteres anatómicos internos, como la forma y posición de las gónadas o del asa intestinal, y las estructuras del saco branquial (Monniot et al. 1991). En consecuencia, son frecuentes las identificaciones erróneas de las especies de ascidias (Mastrototaro y Dappiano 2008 Lambert 2009). Las secuencias moleculares proporcionan una forma de complementar la identificación de especies, especialmente en situaciones en las que la discriminación tradicional de taxones basada en la morfología es inadecuada (Geller et al. 2010). Los marcadores moleculares, y en particular las secuencias de ADN mitocondrial (mt), proporcionan una poderosa alternativa al enfoque morfológico. Como ejemplo, el ADN mt se ha utilizado con éxito para demostrar inequívocamente la existencia de dos especies crípticas en la cosmopolita ascidia. Ciona intestinalis (Iannelli, Pesole, et al. 2007). No obstante, las ascidias son especies de rápida evolución (Yokobori et al. 1999, 2005 Tsagkogeorga, Turon, et al. 2010), una característica que complica el uso de sus caracteres moleculares para inferir su historia evolutiva (Delsuc et al. 2006). Más específicamente, los genomas ascidianos mt son hipervariables en casi todas las características genómicas, que incluyen, por ejemplo, tasas extremadamente altas de divergencia de secuencia y reordenamientos desenfrenados del orden de los genes, incluso a niveles taxonómicos bajos, como en especies congenéricas y crípticas (Iannelli, Griggio, et al. 2007 Gissi et al.2010). Esta evolución extremadamente rápida de los genomas ascidianos mt hace que la amplificación de su secuencia sea una tarea desafiante, lo que a su vez explica la escasez de estos genomas secuenciados. Por lo tanto, nuestro objetivo fue desarrollar un método simple y eficiente mediante el cual se puedan adquirir fácilmente genomas completos de ascidiana mt.

      Las tecnologías de secuenciación de próxima generación (NGS) han revolucionado la adquisición de datos en biología. Aunque los protocolos de secuenciación se desarrollaron originalmente para extraer un genoma o transcriptoma de un solo organismo, es posible mezclar varias muestras en una sola celda de flujo (es decir, secuenciación múltiple) siempre que las secuencias de las diferentes muestras puedan separarse posteriormente. Los métodos multiplex estándar permiten agrupar hasta 96 muestras diferentes mediante la introducción de códigos de barras (o etiquetas) durante la preparación de la biblioteca de ADN (Binladen et al. 2007). Después del paso de secuenciación, las lecturas se separan en función de sus etiquetas de código de barras, de modo que el ensamblaje se realiza para cada muestra por separado. La ventaja de este enfoque es la posibilidad de establecer un equilibrio entre el número total de lecturas disponibles de una sola ejecución de NGS y el número de lecturas necesarias para obtener una cobertura deseada para cada muestra individual. Sin embargo, la desventaja de tal enfoque es que requiere la construcción de bibliotecas genómicas separadas para cada muestra, lo que puede resultar costoso. Varios estudios han sugerido mezclar varias muestras sin codificarlas con códigos de barras y separar las secuencias solo después del paso de ensamblaje (Pollock et al. 2000 McComish et al. 2010 Timmermans et al. 2010 Dettai et al. 2012). Nos referimos aquí únicamente a estudios no teóricos. En Timmermans et al. (2010), la separación posterior al ensamblaje se basó en secuencias de cebo, que son secuencias cortas (200 & # x020131,000 pb) obtenidas para cada muestra mediante secuenciación de Sanger. En McComish et al. (2010), la separación se realizó comparando los contigs ensamblados con un conjunto de genomas mt de referencia estrechamente relacionados. Tanto Timmermans et al. (2010) y McComish et al. (2010) secuenciaron fragmentos amplificados de la reacción en cadena de la polimerasa larga (PCR) que cubren todo el mitogenoma. Desafortunadamente, la adquisición de fragmentos de PCR largos es extremadamente difícil en tunicados debido a los reordenamientos omnipresentes del orden de los genes. Además, los artefactos de la PCR a veces pueden dar lugar a mt contigs quiméricos (Timmermans et al. 2010).

      En este trabajo, elegimos usar la plataforma Illumina para secuenciar extractos genómicos totales de múltiples especies mezcladas. Por tanto, tanto los fragmentos de ADN nuclear como los de mt de múltiples especies se secuenciaron juntos, y las secuencias de ADNmt se recuperaron computacionalmente a través del paso de ensamblaje. Nuestro enfoque es similar al utilizado por Groenenberg et al. (2012), que obtuvo el mitogenoma completo de un caracol mediante la secuenciación de Illumina y el ensamblaje de novo del ADN total extraído de una sola muestra de museo. Siguiendo a Timmermans et al. (2010), aquí se utilizaron secuencias de cebo para identificar las secuencias mt de cada muestra en lugar de secuencias estrechamente relacionadas, como en McComish et al. (2010), ya que secuenciamos, por ejemplo, el primer representante de una familia cuya posición filogenética es debatida (e.g., Corellidae Tsagkogeorga et al. 2009). La ventaja de nuestro enfoque & # x0201cbrute force & # x0201d es que no depende de cebadores específicos ni de protocolos de enriquecimiento y es ciego al orden de los genes mt. Con este enfoque, reunimos con éxito cinco nuevos mitogenomas completos: Rhodosoma turcicum (Phlebobranchia: Corellidae), Botrylloides aff. leachii y Policarpa mytiligera (Stolidobranchia: Styelidae), Halocynthia spinosa, y Gangelion Pyura (Stolidobranchia: Pyuridae) (fig.1 A y C& # x02013F, respectivamente). Además, utilizando los enfoques de secuenciación estándar de PCR y Sanger, obtuvimos el genoma mt de Ascidiella aspersa (Phlebobranchia: Ascidiidae) (fig.1 B). Describimos y discutimos nuestro enfoque novedoso para la secuenciación del mtDNA utilizando tecnología NGS, junto con las características de estos seis nuevos genomas mt de ascidia en términos de organización del genoma y señal filogenética.

      Especies de ascidias secuenciadas en este trabajo. (A) Rhodosoma turcicum (Corellidae), (B) Ascidiella aspersa (Ascidiidae), (C) Botrylloides aff. leachii (Styelidae), (D) Policarpa mytiligera (Styelidae), (mi) Halocynthia spinosa (Pyuridae) y (F) Gangelion Pyura (Pyuridae).


      Purificación y concentración de ADN a partir de soluciones acuosas

      Esta unidad presenta los procedimientos básicos para manipular soluciones de ADN monocatenario o bicatenario mediante pasos de purificación y concentración. Estas técnicas son útiles cuando es necesario eliminar proteínas o moléculas de soluto de soluciones acuosas, o cuando es necesario concentrar soluciones de ADN. los

      , utilizando extracción con fenol y precipitación con etanol (o isopropanol), es apropiado para la purificación de ADN a partir de pequeños volúmenes (& lt0,4 ml) a concentraciones inferiores a 1 mg / ml. Tres protocolos de apoyo describen métodos para amortiguar el fenol utilizado en las extracciones, concentrar el ADN utilizando butanol y extraer los disolventes orgánicos residuales con éter. Una alternativa a estos métodos es la purificación de ácidos nucleicos utilizando perlas de vidrio y esto también se presenta. Estos protocolos también pueden usarse para purificar ARN. Los dos últimos protocolos alternativos se utilizan para concentrar ARN y extraer y precipitar ADN de volúmenes más grandes y de soluciones diluidas, y para eliminar oligonucleótidos y trifosfatos de bajo peso molecular.


      Extracción de ADN de hojas de plantas con un parche de microagujas

      El aislamiento de ADN de alta calidad de muestras de plantas infectadas es un paso esencial para la detección molecular de patógenos de plantas. Sin embargo, el aislamiento de ADN de células vegetales rodeadas por paredes celulares rígidas de polisacáridos implica pasos complicados y requiere equipo de laboratorio de sobremesa. Como resultado, la extracción de ADN vegetal se limita actualmente a laboratorios bien equipados y la preparación de muestras se ha convertido en uno de los principales obstáculos para la detección molecular in situ de patógenos vegetales. Para superar este obstáculo, se ha desarrollado un método simple de extracción de ADN de los tejidos de las hojas de las plantas. Un parche de microagujas (MN) hecho de alcohol polivinílico (PVA) puede aislar el ADN de plantas o patógenos de diferentes especies de plantas en un minuto. Durante la extracción de ADN, el parche polimérico de MN penetra en los tejidos de las hojas de las plantas y rompe las paredes rígidas de las células vegetales para aislar el ADN intracelular. El ADN extraído es la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) amplificable sin purificación adicional. Este método mínimamente invasivo ha extraído con éxito Phytophthora infestans ADN de hojas de tomate infectadas. Además, el parche MN podría usarse para aislar ADN de otros patógenos de plantas directamente en el campo. Por lo tanto, tiene un gran potencial para convertirse en una técnica rápida de preparación de muestras en el sitio para la detección de patógenos de plantas. © 2020 por John Wiley & Sons, Inc.

      Protocolo básico: Extracción de ADN basada en parche de microagujas

      Protocolo de soporte 1: Fabricación de parche de microagujas

      Protocolo de soporte 2: Amplificación por PCR en tiempo real de ADN extraído con parche de microagujas


      Referencias

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      Informe del laboratorio de biología sobre la extracción de clorofila

      Resumen Este experimento se centró en la extracción y separación de pigmentos de cloroplasto. Para el procedimiento, se trituraron hojas verdes en un mortero con algunos productos químicos y se filtró el fluido para su uso en análisis posteriores. Se colocaron franjas de esta solución en un papel de filtro y luego, después de secarlas, se colocaron en una baliza de solvente. Después de esto, los pigmentos de cloroplasto fueron separados por el solvente en grupos de pigmentos más o menos solubles.

      Objetivo ¿Cuántos tipos de pigmentos hay en una hoja verde? Se espera poder identificar los cuatro tipos de pigmentos diferentes de una hoja.

      Como el papel de filtro con el disolvente separará los pigmentos en términos de solubilidad, se espera que se destaque una clara segmentación de cada uno. Como se utilizaron varios productos químicos en todo el proceso de este laboratorio, ciertas variables podrían haber influido en los resultados en términos de pureza de cada producto químico o pureza del filtrado utilizado.

      Antecedentes El cloroplasto, básicamente, es el orgánulo responsable de la fotosíntesis.

      Estructuralmente es muy similar a las mitocondrias. Contiene una membrana exterior permeable, una membrana interior menos permeable, un espacio intermedio y una sección interior llamada tormentas. Sin embargo, el cloroplasto es más grande que las mitocondrias. Debe tener el tamaño más grande porque su membrana no está doblada en Cristal. Además, la membrana interna no se usa para la cadena de transporte de electrones.

      De hecho, el primer filtrado que usamos ni siquiera contenía suficientes pigmentos que reaccionaran al solvente para crear resultados útiles. Después de rehacer los métodos para el filtrado y la tira de papel, el solvente comenzó a hacer su trabajo. En unos 10 minutos, el disolvente había absorbido lentamente el papel hasta la línea de lápiz gris. Luego, después de haber secado la tira, apenas se podían identificar dos colores distintos, cada uno a sólo un par de milímetros de cada uno: una línea verde azulada y una línea verde amarillenta.

      El profesor Glen luego nos dio una escala en la que debemos identificar cada tira de pigmento con su color individual, medir su distancia en relación con el origen (la primera línea dibujada con el filtrado) y luego calcular el REF. Primero había que identificar el color preciso de cada uno, esto era un poco problemático, debido a la gama de diferentes tonos presentes. Como se presenta en la figura 1 o en la Tabla de datos 2, existe un orden establecido de distribución de cada banda de color. El REF se calculó con la siguiente fórmula: REF = Distancia de pigmento migrado (mm)

      Distancia frente al solvente migrado (mm) Figura 1 & # 8211 Caroteno (naranja) & # 8211 Caroteno & # 8211 Psicoanalista Pigmentos en cloroplasto & # 8211 Clorofila & # 8211 Clorofila A (verde azulado) & # 8211 Clorofila B (verde amarillento) Conclusión Como era de esperar, el disolvente ha hecho que los pigmentos migren a sus grupos de solubilidad. La clorofila B verde amarillenta fue la primera banda que identificamos, solo migró mm y la clorofila A verde azulada migró mm. Esto nos dijo que solo había clorofila presente en la licencia verde, aunque otros estudiantes que habían realizado este experimento también lograron resultados diferentes.

      El único problema que podría mencionarse sobre el diseño general del laboratorio son las habitaciones y el sistema de ventilación # 8217. Después de haber abierto la botella con el solvente, en solo un par de minutos toda la habitación tenía un olor muy intenso que hizo que algunos estudiantes se sintieran mareados o con dolor de cabeza. No hay sugerencias reales para este problema, excepto hablar con el equipo de mantenimiento de las escuelas y decirles que arreglen los ventiladores. Las razones de los extraños resultados solo pudieron derivarse del hecho de que tal vez los productos químicos utilizados para este experimento no eran lo suficientemente puros, así como el filtrado de fabricación propia.


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