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¿Hay ejemplos funcionales de hélices dobles de ADN paralelas?

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La estructura antiparalela de la doble hélice de ADN está bien estudiada, pero tengo curiosidad por saber si hay ejemplos de dobles hélices de ADN paralelas. Hay informes de tales estructuras sintéticas; vea este documento, por ejemplo. Sin embargo, mi pregunta es: hay ejemplos funcionales de dobles hélices de ADN paralelas? A continuación, se muestran algunos criterios implícitos / adicionales / orientativos:

  • Debe ser de doble hebra. Esto excluye estructuras como G-quadraplexes, que tienen algunas hebras paralelas.
  • No tiene por qué ser una hélice extendida. No tengo ninguna restricción de longitud específica, pero no asuma que debe tener cientos o incluso decenas de pares de bases.
  • La estructura no necesita estar compuesta únicamente de ADN. Si una hélice paralela es inducida por, digamos, la unión de una proteína o una molécula pequeña, que así sea.
  • Por "ejemplos funcionales" me refiero a que la estructura paralela debería tener algún efecto sobre los procesos celulares. La estructura se puede estudiar in vitro, incluso utilizando construcciones sintéticas, pero debería tener algún significado funcional en vivo (o, al menos, un significado propuesto).

Tenga en cuenta que, aunque solo menciono el ADN anteriormente, los artículos que discutan las hélices dobles de ARN paralelas con el mismo espíritu también serían bienvenidos.

Pregunta relacionada: ¿por qué el ADN es antiparalelo? ¿Puede ser paralelo?


¡Sorprendentemente, se ha informado de un dúplex de ADN paralelo! En un papel, Tchurikov et al han informado de la presencia de ADN complementario paralelo en la región no codificante del gen de la alcohol deshidrogenasa, así como entre dos Drosophila Secuencias de ADN. La región, que tiene ~ 40 pb de longitud, tiene un 76% de bases en la misma polaridad junto con la complementariedad. Sin embargo, su presencia en vivo y su significado no se conocen (observaron su existencia in vitro).

Tchurikov et al, en otro artículo, han informado que el ARN complementario paralelo en E. coli desempeña algún papel en la interferencia del ARN y, de hecho, es más eficaz que el ARN antisentido para silenciar el ARNm para la regulación de la expresión génica. También proponen la presencia de tal sistema en vivo en E. coli células. (Aparentemente, este documento por sí solo es suficiente para responder a su pregunta, ya que cumple con todos sus criterios).

En otro papel, Szabat et al han demostrado que los oligonucleótidos de ADN, 2'-O-MeARN y ARN pueden adoptar una configuración dúplex paralela a pH 5 e inferior. Además, la presencia de LNA estabiliza la configuración dúplex en paralelo. Esto puede parecer útil en procesos como la interferencia de ARN, aunque este estudio también fue in vitro (obviamente, en vivo LNA no se conoce).

Muchos de esos periódicos, como Westhof et al, Mohammadi et al, etc. han informado de la presencia de ADN dúplex paralelo.

Referencias:

1. Tchurikov NA, Chernov BK, Golova YB, Nechipurenko YD. ADN paralelo: generación de un dúplex entre dos Drosophila secuencias in vitro. Letras FEBS. 1989; 257 (2): 415-8. pmid: 2479581

2. Tchurikov, N. A., L. G. Chistyakova, G. B. Zavilgelsky, I. V. Manukhov, B. K. Chernov e Y. B. Golova. 2000. Silenciamiento específico de genes por expresión de ARN complementario paralelo en Escherichia coli. J. Biol. Chem. 275: 26523-26529

3. Szabat M, Pedzinski T, Czapik T, Kierzek E, Kierzek R (2015) Structural Aspects of the Antiparallel and Parallel Duplexes Formed by DNA, 2'-O-Methyl RNA and RNA Oligonucleotides. PLoS ONE 10 (11): e0143354. doi: 10.1371 / journal.pone.0143354

4. Westhof, E. y M. Sundaralingam. 1980. Estructura de rayos X de un complejo citidilil-3 ', 5'-adenosina-proflavina: un dímero de doble hélice de cadena paralela autopareada con un colorante de acridina intercalado. Proc. Natl. Acad. Sci. ESTADOS UNIDOS. 77: 1852-1856.

5. Mohammadi, S., R. Klement, A. K. Shchyolkina, J. Liquier, T. M. Jovin y E. Taillandier. 1998. Espectroscopía FTIR y UV de ADN de cadena paralela con secuencias mixtas A-T / G-C y sus análogos A-T / I-C. Bioquímica. 37: 16529-16537.


Todos los artículos que encontré discutiendo hélices paralelas son puramente especulativos con respecto al significado biológico; pero siguen siendo interesantes. Aquí hay algunos que encontré, además de la otra respuesta.


Safaee N, Noronha AM, Rodionov D, Kozlov G, Wilds CJ, Sheldrick GM, Gehring K. 2013. Estructura del dúplex paralelo de poli (A) ARN: evaluación de una predicción de 50 años. Angew Chem Into Ed 52: 10370-10373.

Este artículo presenta la estructura cristalina resuelta del poli (A) ARN paralelo y muestra que la proteína de unión poli (A) (PABP) promueve la formación de dúplex paralelos. Se hipotetiza un papel biológico:

Como la gran mayoría de los ARN mensajeros eucariotas (ARNm) están etiquetados con 100 a 250 adeninas en su extremo 3 ', el polimorfismo de poli (rA) también es relevante para los procesos celulares actuales que involucran la traducción, almacenamiento y descomposición del ARNm. En condiciones de estrés celular, los ARNm celulares se transportan a los gránulos de ARN, lo que aumenta la concentración local de poli (rA). Es posible que la naturaleza haya desarrollado proteínas como la PABP en parte para regular la aparición de dúplex poli (rA) en las células.


Hay varias revisiones que discuten el posible papel del ARN paralelo en el mundo del ARN que giran en torno al problema de la replicación utilizando hebras complementarias y antiparalelas:

Taylor WR. 2005. Revolviendo la sopa primordial. Naturaleza 434: 705.

Se han propuesto algunos mecanismos para la replicación en el mundo del ARN, y siguiendo los sistemas actuales de síntesis de polinucleótidos de proteínas, todos implican la creación de una hebra hija complementaria utilizando emparejamiento de bases de Watson-Crick. Pero desde un punto de vista mecanicista, dicho modelo contiene un problema fundamental: si una ribopolimerasa hiciera una copia complementaria de sí misma, necesitaría volver a copiarla para obtener una nueva ribopolimerasa funcional. Esto implica que tanto la secuencia de la ribopolimerasa como su complemento tendrían que coexistir. Pero si estas dos copias se unieran, el resultado sería una hélice de Watson-Crick de doble hebra (como se encuentra en algunos virus de ARN), no una nueva ribopolimerasa. Incluso si ambas secuencias tuvieran estructuras secundarias bien determinadas, la perfecta complementariedad del emparejamiento Watson-Crick actuaría como un sumidero, lo que conduciría a una población estéril de moléculas bicatenarias.

La solución propuesta es que las primeras ARN polimerasas pueden haber creado complementos paralelos para prevenir dicha inhibición:

Taylor WR. 2006. Transcripción y traducción en un mundo de ARN. Phil Trans R Soc. B 361: 1751-1760.

Estrategias de replicación. (a) La replicación a través de una hebra complementaria inversa conduce a (b) un dúplex bicatenario estable si las dos copias se encuentran. (c) La replicación a través de una hebra complementaria paralela conduce a (d) un dúplex de doble hebra relativamente inestable si las dos copias se encuentran.

La propagación de información en una hebra de ácido nucleico de una "generación" a la siguiente utilizando el emparejamiento de bases de Watson-Crick lógicamente no tiene por qué implicar una hebra complementaria inversa. Siempre que haya un emparejamiento de bases complementario, un complemento paralelo también propagaría la misma información ...

… Todo lo que necesita cambiar desde el punto de vista de la réplica es la dirección de su progresión a lo largo de la plantilla. Solo se podría esperar que la transcripción resultante se emparejara con la plantilla en una región corta antes de separarse, pero, ante el problema de la hibridación irreversible, esta sería una característica deseable del modelo.


Este artículo menciona algunas funciones propuestas del ADN de cadena paralela (ps), con referencias adjuntas, pero solo puedo acceder a una de ellas:

Se han propuesto otras funciones para ps-DNA en la expresión génica, recombinación, procesamiento de RNA (14,18,20), el empaquetamiento de genomas virales monocatenarios y diméricos y la función de la girasa inversa (12).

Esta es la única referencia que pude encontrar en el documento anterior:

Ramsing NB, Jovin TM. ADN dúplex de hebras paralelas. Nucleic Acids Res 16: 6659-6676.

La posibilidad de que exista ps-ARN es intrigante en vista del rico repertorio estructural y funcional de las especies de ARN en general. En la figura 12 se muestran tres situaciones canónicas en las que las hélices ps podrían surgir por interacciones de hebras total o parcialmente homólogas o por bucle de ácido nucleico monocatenario de secuencia apropiada. Las implicaciones topológicas de tales estructuras son de gran interés, particularmente en relación con la Funciones potenciales de ps-DNA y ps-RNA en recombinación (no homóloga), empalme de RNA, estabilización de RNA ribosómico y otros procesos celulares. Además, se puede anticipar que ligandos específicos, particularmente proteínas, podrían intervenir para estabilizar y explotar la conformación de hebras paralelas.


Descripción general de la reticulación y la modificación de proteínas

Varias técnicas para estudiar la estructura e interacción de proteínas, así como para manipular proteínas para su uso en procedimientos de detección o purificación por afinidad, dependen de métodos para reticular, modificar o marcar químicamente proteínas.

La reticulación es el proceso de unir químicamente dos o más moléculas mediante un enlace covalente. La modificación implica unir o escindir grupos químicos para alterar la solubilidad u otras propiedades de la molécula original. "Marcado" se refiere generalmente a cualquier forma de reticulación o modificación cuyo propósito es unir un grupo químico (por ejemplo, una molécula fluorescente) para ayudar en la detección de una molécula y se describe en otros artículos.

El conjunto completo de métodos de reticulación y modificación para su uso con proteínas y otras biomoléculas en la investigación biológica se denomina a menudo tecnología de "bioconjugación" o "bioconjugado". (La conjugación es sinónimo de entrecruzamiento).

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La modificación covalente y la reticulación de proteínas depende de la disponibilidad de sustancias químicas particulares que sean capaces de reaccionar con los tipos específicos de grupos funcionales que existen en las proteínas. Además, la función y la estructura de las proteínas son el foco directo de estudio o deben conservarse si una proteína modificada va a ser útil en una técnica. Por lo tanto, se deben considerar la composición y estructura de las proteínas y los efectos potenciales de los reactivos de modificación sobre la estructura y función de las proteínas.

Las proteínas tienen cuatro niveles de estructura. La secuencia de sus aminoácidos es la estructura primaria. Esta secuencia siempre se escribe desde el extremo amino (extremo N) hasta el extremo carboxilo (extremo C). La estructura secundaria de la proteína se refiere a elementos comunes que se repiten presentes en las proteínas. Hay dos componentes básicos de la estructura secundaria: la hélice alfa y la hoja plegada beta. Las hélices alfa son estructuras estrechas en forma de sacacorchos formadas por cadenas polipeptídicas individuales. Las hojas con pliegues beta son arreglos paralelos o antiparalelos de hebras polipeptídicas estabilizadas por enlaces de hidrógeno entre los grupos –NH y –CO adyacentes. Las láminas beta paralelas tienen hebras adyacentes que corren en la misma dirección (es decir, N-terminales una al lado de la otra), mientras que las láminas beta antiparalelas tienen hebras adyacentes que corren en direcciones opuestas (es decir, N-terminal de una hebra dispuesta hacia el extremo C de la hebra adyacente). Una hoja con pliegues beta puede contener de dos a cinco hebras paralelas o antiparalelas.

La estructura terciaria es la estructura plegada tridimensional completa de la cadena polipeptídica y depende del conjunto de interacciones espontáneas y termodinámicamente estables entre las cadenas laterales de aminoácidos. Los patrones de enlaces disulfuro, así como las interacciones iónicas e hidrófobas, tienen un gran impacto en la estructura terciaria. La estructura cuaternaria se refiere a la disposición espacial de dos o más cadenas polipeptídicas. Esta estructura puede ser un monómero, dímero, trímero, etc. Las cadenas polipeptídicas que componen la estructura cuaternaria de una proteína pueden ser idénticas (por ejemplo, homodímero) o diferentes (por ejemplo, heterodímero).

Los cuatro niveles de estructura proteica. La secuencia de aminoácidos, representada por puntos azules, unidos por enlaces peptídicos, comprende la estructura primaria. Las propiedades de los aminoácidos constituyentes, en el contexto del entorno celular, determinan en gran medida la formación espontánea de la estructura de nivel superior que es esencial para la función de las proteínas.


ADN en un mundo material

La unión específica de pares de bases de ADN proporciona la base química de la genética. Este poderoso sistema de reconocimiento molecular se puede utilizar en nanotecnología para dirigir el ensamblaje de materiales altamente estructurados con características específicas a nanoescala, así como en la computación de ADN para procesar información compleja. La explotación del ADN con fines materiales presenta un nuevo capítulo en la historia de la molécula.

“El 'sistema' de ácido nucleico que opera en la vida terrestre está optimizado (a través de la evolución) química encarnada. ¿Por qué no usarlo? permitir que los seres humanos esculpen algo nuevo, quizás hermoso, quizás útil, ciertamente antinatural ". Roald Hoffmann, escribiendo en Científico americano, 1994 (ref. 1).

La molécula de ADN tiene características atractivas para su uso en nanotecnología: su tamaño minúsculo, con un diámetro de aproximadamente 2 nanómetros, su repetición estructural corta (paso helicoidal) de aproximadamente 3.4-3.6 nm, y su 'rigidez', con una longitud de persistencia (a medida de rigidez) de alrededor de 50 nm. Hay dos tipos básicos de construcción nanotecnológica: los sistemas 'de arriba hacia abajo' son donde las manipulaciones microscópicas de un pequeño número de átomos o moléculas crean patrones elegantes (por ejemplo, ver ref.2), mientras que en las construcciones 'de abajo hacia arriba', muchas moléculas se autoensamblan en pasos paralelos, en función de sus propiedades de reconocimiento molecular. Como sistema de ensamblaje de base química, el ADN será un actor clave en la nanotecnología ascendente.

Los orígenes de este enfoque se remontan a principios de la década de 1970, cuando in vitro La manipulación genética se realizó primero uniendo moléculas con "extremos pegajosos". Un extremo pegajoso es un voladizo corto de una sola hebra que sobresale del extremo de una molécula de ADN helicoidal de doble hebra. Al igual que las solapas de Velcro, dos moléculas con extremos pegajosos complementarios, es decir, sus extremos pegajosos tienen arreglos complementarios de las bases de nucleótidos adenina, citosina, guanina y timina, se unirán para formar un complejo molecular.

La cohesión de extremos pegajosos es posiblemente el mejor ejemplo de reconocimiento molecular programable: existe una diversidad significativa de posibles extremos pegajosos (4 norte por norte-base puntas pegajosas), y el producto formado en el sitio de esta cohesión es la clásica doble hélice del ADN. Asimismo, la conveniencia de la síntesis de ADN basada en soportes sólidos 3 facilita la programación de diversas secuencias de extremos pegajosos. Por lo tanto, los extremos pegajosos ofrecen tanto un control predecible de las asociaciones intermoleculares como una geometría predecible en el punto de cohesión. Quizás se podrían obtener propiedades de afinidad similares a partir de anticuerpos y antígenos, pero, a diferencia de los extremos pegajosos del ADN, sería necesario determinar la orientación tridimensional relativa del anticuerpo y el antígeno para cada nuevo par. Los ácidos nucleicos parecen ser únicos en este sentido, proporcionando un sistema manejable, diverso y programable con un control notable sobre las interacciones intermoleculares, junto con estructuras conocidas para sus complejos.

Sin embargo, hay un problema: los ejes de las hélices dobles de ADN son líneas no ramificadas. Unir moléculas de ADN por extremos pegajosos puede producir líneas más largas, quizás con componentes específicos en un orden lineal o cíclico particular en una dimensión. De hecho, los cromosomas empaquetados dentro de las células existen como tales matrices unidimensionales. Pero para producir materiales interesantes a partir de ADN, se requiere síntesis en múltiples dimensiones y, para ello, se requiere ADN ramificado.

El ADN ramificado se produce de forma natural en los sistemas vivos, como intermedios efímeros que se forman cuando los cromosomas intercambian información durante la meiosis, el tipo de división celular que genera las células sexuales (óvulos y espermatozoides). Antes de la división celular, los cromosomas homólogos se emparejan y las hebras alineadas de ADN se rompen y literalmente se cruzan entre sí, formando estructuras llamadas uniones de Holliday. Este intercambio de secuencias adyacentes por cromosomas homólogos, un proceso llamado recombinación, durante la formación de las células sexuales transmite la diversidad genética a la siguiente generación.

La unión de Holliday contiene cuatro cadenas de ADN (cada miembro de un par de cromosomas homólogos alineados se compone de dos cadenas de ADN) unidas entre sí para formar cuatro brazos de doble hélice que flanquean un punto de ramificación (Fig. 1a). El punto de ramificación puede reubicarse a lo largo de la molécula, en virtud de las secuencias homólogas. Por el contrario, los complejos de ADN sintético pueden diseñarse para que tengan puntos de ramificación fijos que contengan entre tres y al menos ocho brazos 4,5. Por lo tanto, la receta para usar el ADN como base para materiales complejos con características de nanoescala es simple: tome moléculas de ADN ramificado sintético con extremos pegajosos programados y haga que se autoensamblen en la estructura deseada, que puede ser un objeto cerrado o un cristalino. matriz (Fig. 1a).

a, Autoensamblaje de moléculas de ADN ramificadas en un cristal bidimensional. Una unión ramificada de ADN se forma a partir de cuatro hebras de ADN; esas hebras de color verde y azul tienen salientes complementarios en los extremos adhesivos etiquetados como H y H ′, respectivamente, mientras que los de color rosa y rojo tienen salientes complementarios V y V ′, respectivamente. Varias uniones ramificadas de ADN se unen en función de la orientación de sus extremos pegajosos complementarios, formando una unidad en forma de cuadrado con extremos pegajosos no apareados en el exterior, por lo que se podrían agregar más unidades para producir un cristal bidimensional. B, Las moléculas de ADN ligadas forman anillos interconectados para crear una estructura en forma de cubo. La estructura consta de seis hebras simples entrelazadas cíclicas, cada una unida dos veces a sus cuatro vecinas, porque cada borde contiene dos vueltas de la doble hélice de ADN. Por ejemplo, la hebra roja delantera está vinculada a la hebra verde a la derecha, la hebra azul claro en la parte superior, la hebra magenta a la izquierda y la hebra azul oscuro en la parte inferior. Está vinculado solo indirectamente al hilo amarillo en la parte trasera.

Están disponibles otros modos de interacción de ácidos nucleicos además de los extremos pegajosos. Por ejemplo, moléculas de tecto-ARN 6, unidas por interacciones bucle-bucle, o ADN cruzado paranémico (PX), donde la cohesión se deriva del emparejamiento de medias vueltas alternas en hélices dobles entrelazadas 7. Estos nuevos modos de unión representan interacciones cohesivas programables entre moléculas cíclicas monocatenarias que no requieren escisión para exponer bases para emparejar moléculas juntas. Sin embargo, la cohesión con extremos pegajosos sigue siendo la interacción intermolecular más destacada en la nanotecnología de ADN estructural.

Ha pasado más de una década desde la construcción de la primera estructura de ADN artificial, un cubo-barra, cuyos bordes son hélices dobles 8 (Fig. 1b). Le siguieron poliedros más complejos y construcciones topológicas 9, como nudos y anillos borromeos (que constan de tres círculos intrincadamente interconectados). Pero la aparente flexibilidad de las uniones ramificadas individuales condujo a una pausa antes del siguiente paso lógico: el autoensamblaje en matrices bidimensionales.

Este paso requería un motivo más rígido, ya que era difícil construir una matriz periódica bien estructurada con componentes similares a malvaviscos, incluso con un modelo bien definido (especificidad de extremos adhesivos) para su ensamblaje. El motivo más rígido fue proporcionado por la molécula 10 de ADN de doble cruce (DX), análoga, una vez más, al intermedio de doble unión de Holliday formado durante la meiosis (MDX, Fig. 2a). Esta molécula rígida contiene dos hélices dobles conectadas entre sí dos veces a través de puntos de cruce. Es posible programar moléculas DX para producir una variedad de matrices bidimensionales con patrones simplemente controlando sus extremos pegajosos 11,12,13 (Fig. 2b).

a, Dibujos esquemáticos de unidades de ADN de doble cruce (DX). En el intermedio de recombinación DX meiótico, marcado MDX, un par de cromosomas homólogos, cada uno de los cuales consta de dos cadenas de ADN, se alinean y cruzan para intercambiar porciones equivalentes de información genética, "HJ" indica las uniones de Holliday. La estructura de una unidad analógica (ADX), utilizada como unidad de mosaico en la construcción de matrices bidimensionales de ADN, comprende dos hebras rojas, dos hebras cruzadas azules y una hebra cruzada verde central. B, La estructura de la cadena y el apareamiento de bases de la molécula de ADX análoga, etiquetada A, y una variante, etiquetada B *. B * contiene un dominio de ADN adicional que se extiende desde la hebra verde central que, en la práctica, sobresale aproximadamente perpendicular al plano del resto de la molécula DX. C, Representaciones esquemáticas de A y B * donde el dominio perpendicular de B * se representa como un círculo azul. Los extremos complementarios de las moléculas de ADX se representan como formas geométricas para ilustrar cómo encajan cuando se autoensamblan. Las dimensiones de las baldosas resultantes son de aproximadamente 4 × 16 nm y están unidas entre sí de modo que las protuberancias B * estén separadas por unos 32 nm. D, Las protuberancias B * son visibles como 'rayas' en matrices de ADN en mosaico bajo un microscopio de fuerza atómica.

Además de los objetos y las matrices, se han fabricado varios dispositivos nanomecánicos basados ​​en ADN. El primer dispositivo consistía en dos moléculas DX conectadas por un eje con una secuencia especial que podría convertirse de ADN normal para diestros (conocido como B-DNA) a una conformación inusual para zurdos, conocida como Z-DNA 14. Las dos moléculas DX se encuentran en un lado del eje antes de la conversión y en lados opuestos después de la conversión, lo que conduce a una rotación. El problema con este dispositivo es que es activado por una pequeña molécula, Co (NH3) 3+ 6, y con todos los dispositivos compartiendo el mismo estímulo, una colección ordenada de moléculas DX no produciría una diversidad de respuestas.

Este problema fue resuelto por Bernard Yurke y sus colegas, quienes desarrollaron un protocolo para un dispositivo de control de secuencia que tiene un movimiento similar a una pinza 15. El prin a las partes emparejadas y no emparejadas, y lo elimina de la estructura, dejando solo el marco.

Se desarrolló un dispositivo rotatorio robusto basado en este principio 16 (Fig. 3), en el que diferentes hebras de conjuntos pueden entrar y establecer la conformación en diferentes estados finales estructurales. De esta manera, la conformación del dispositivo de ADN se puede cambiar fácilmente de un lado a otro simplemente agregando diferentes cadenas de conjuntos seguidas de sus complementos. Se puede controlar una variedad de dispositivos diferentes mediante un grupo diverso de hebras configuradas.

a, El dispositivo funciona produciendo dos conformaciones diferentes, dependiendo de cuál de los dos pares de hebras (llamadas hebras de "conjunto") se une a la estructura del dispositivo. La estructura del dispositivo consta de dos hebras de ADN (rojo y azul) cuyas dobles hélices superior e inferior están conectadas cada una por hebras simples. Por lo tanto, forman dos brazos rígidos con una bisagra flexible en el medio y los extremos sueltos de los dos hilos colgando libremente. Los dos estados del dispositivo, PX (izquierda) y JX2 (derecha), difieren en media vuelta en las orientaciones relativas de sus hélices inferiores (C y D a la izquierda, D y C a la derecha). La diferencia entre los dos estados es análoga a dos dedos adyacentes extendidos, paralelos entre sí (derecha) o cruzados (izquierda). Los estados se establecen por la presencia de hebras verdes o amarillas, que se unen al marco de diferentes maneras para producir diferentes conformaciones. Las hebras del conjunto tienen extensiones que permiten su eliminación cuando se agregan hebras complementarias (pasos I y III). Cuando se quita un tipo de hebra, el dispositivo es libre de unir las otras hebras y cambiar a un estado diferente (pasos II y IV). B, El PX – JX2 El dispositivo se puede utilizar para conectar construcciones trapezoidales de ADN de 20 nm. En el estado PX, están en una conformación paralela, pero en el JX2 estado, están en una conformación en zig-zag, que se puede visualizar a la derecha por microscopía de fuerza atómica.

¿Cuál es el propósito de construir matrices de ADN y nanodispositivos? Un objetivo destacado es utilizar el ADN como andamiaje para organizar otras moléculas. Por ejemplo, puede ser posible utilizar redes de ADN autoensambladas (cristales) como plataformas para colocar macromoléculas biológicas a fin de estudiar su estructura mediante cristalografía de rayos X 4 (Fig. 4a). Con este objetivo, la programación del ADN se ha utilizado para acercar las moléculas de proteínas entre sí para fusionar múltiples actividades enzimáticas 17. Sin embargo, el potencial de este enfoque aguarda el autoensamblaje exitoso de cristales tridimensionales.

a, Andamiaje de macromoléculas biológicas. Se muestra una caja de ADN (roja) con extremos pegajosos que sobresalen que se utilizan para organizar las cajas en cristales. Las macromoléculas se organizan paralelas entre sí dentro de la caja, lo que las hace aptas para la determinación de la estructura mediante cristalografía de rayos X. B, Andamios de ADN para dirigir el montaje de circuitos eléctricos a nanoescala. Las uniones de ADN ramificadas (azul) dirigen el ensamblaje de componentes nanoelectrónicos adjuntos (rojo), que se estabilizan mediante la adición de un ión cargado positivamente.

Otro objetivo es utilizar cristales de ADN para ensamblar componentes nanoelectrónicos en matrices de dos o tres dimensiones 18 (Fig. 4b). Se ha demostrado que el ADN organiza nanopartículas metálicas como precursor del ensamblaje nanoelectrónico 19,20,21,22, pero hasta ahora no ha sido posible producir matrices multidimensionales que contengan componentes nanoelectrónicos con el orden estructural alto de las matrices de ADN desnudo descritas anteriormente. .

Ha habido cierta controversia sobre si el ADN puede usarse como conductor eléctrico (por ejemplo, ref. 23), aunque es poco probable que la resolución de este debate tenga algún impacto en el uso del ADN como andamio. Recientemente, se demostró que los efectos de los cambios conformacionales del ADN sobre la conducción en presencia de un analito tienen potencial como biosensor [24].

Replicar componentes del ADN

Una pregunta natural para cualquier sistema de ensamblaje basado en ADN es si los componentes se pueden replicar. Para producir moléculas de ADN ramificadas cuyos puntos de ramificación no se mueven, deben tener diferentes secuencias en ramas opuestas pero, como consecuencia, estas estructuras no son fácilmente reproducidas por la ADN polimerasa, la polimerasa produciría complementos para todas las cadenas presentes, lo que conduciría solo a una doble hélice. moléculas. Una opción es utilizar trucos topológicos para convertir estructuras como el cubo de ADN en una sola hebra larga agregando tramos adicionales de bases de ADN. A continuación, la cadena sencilla podría replicarse mediante la ADN polimerasa y el producto replicado final podría inducirse a plegarse en la forma original, con cualquier segmento extraño escindido utilizando enzimas de restricción. Aunque esto produciría una molécula con extremos pegajosos lista para participar en el autoensamblaje, sería un proceso engorroso 25.

Günter von Kiedrowski y sus colegas han desarrollado recientemente una forma de replicar ramas de ADN simples y cortas en una especie mixta de ADN orgánico. Su molécula ramificada consta de tres cadenas simples de ADN unidas a un enlazador orgánico en forma de triángulo. Para replicar la molécula ramificada, el complemento monocatenario de cada una de estas cadenas se une a la molécula, de modo que un extremo de cada molécula del complemento esté cerca del mismo extremo de la otra molécula del complemento. En el paso final, los complementos yuxtapuestos se conectan entre sí uniendo sus extremos vecinos a otra molécula del enlazador orgánico 26. La extensión de este sistema al siguiente nivel, como objetos como el cubo, deberá resolver problemas topológicos relacionados con la separación de los dos componentes, o se limitará a sistemas no ligados.

Se han creado prototipos de muchas capacidades independientes de la nanotecnología del ADN; ahora es el momento de ampliarlas e integrarlas en sistemas útiles. La combinación de dispositivos dependientes de la secuencia con matrices de nanoescala proporcionará un sistema con una gran cantidad de estados estructurales programables distintos, el sine qua non de la nanorobótica. Un paso clave para lograr estos objetivos es lograr matrices tridimensionales altamente ordenadas, tanto periódicas como, en última instancia, algorítmicas.

La interacción con la nanotecnología descendente ampliará notablemente las capacidades del campo. También será necesario integrar macromoléculas biológicas u otros complejos macromoleculares en matrices de ADN para hacer sistemas prácticos con componentes a nanoescala. Asimismo, la inclusión de componentes electrónicos en arreglos altamente ordenados permitirá la organización de circuitos nanoelectrónicos. La función química podría agregarse a las matrices de ADN agregando especies de ácido nucleico evolucionadas in vitro tener propiedades de unión específicas ('aptámeros') o actividades enzimáticas ('ribozimas' o 'ADNzimas'). Otra área que aún no ha tenido un impacto en la nanotecnología del ADN es la síntesis combinatoria, que bien puede conducir a una mayor diversidad de componentes integrados. La computación basada en ADN y el ensamblaje algorítmico es otra área activa de investigación, y es imposible separarla de la nanotecnología del ADN (ver Cuadro 1).

El campo de la nanotecnología del ADN ha atraído una afluencia de investigadores en los últimos años. Todos los involucrados en esta área se han beneficiado de la empresa de biotecnología que produce enzimas modificadoras de ADN y componentes inusuales para moléculas de ADN sintético. Es probable que las aplicaciones en la nanotecnología del ADN estructural usen en última instancia variantes sobre el tema del ADN (por ejemplo, ácidos nucleicos peptídicos, que contienen una cadena principal de péptidos sintéticos no convencionales y bases de ácidos nucleicos para las cadenas laterales), cuyas propiedades pueden adaptarse mejor a tipos particulares. de aplicaciones.

Durante el último medio siglo, el ADN ha sido casi exclusivamente competencia de biólogos y científicos físicos con orientación biológica, que han estudiado su impacto biológico y propiedades moleculares. Durante los próximos 50 años, es probable que se unan a ellos científicos de materiales, nanotecnólogos e ingenieros informáticos, que explotarán las propiedades químicas del ADN en un contexto no biológico.

Recuadro 1: Computadoras de ADN

Un conjunto de hebras de ADN puede procesar datos de manera similar a una computadora electrónica y tiene el potencial de resolver problemas mucho más complejos y almacenar una mayor cantidad de información, por costos de energía sustancialmente menores que los microprocesadores electrónicos. La computación basada en el ADN data del histórico informe de Leonard Adleman en 1994 (ref. 27), donde usó el ADN para resolver el problema del "camino hamiltoniano", una variante del problema del "vendedor ambulante". La idea es establecer si existe un camino entre dos ciudades, dado un conjunto incompleto de carreteras disponibles. Adleman usó hebras de ADN para representar ciudades y carreteras, y codificó las secuencias para que una hebra que representa una carretera se conectara (de acuerdo con las reglas de emparejamiento de bases) a dos hebras que representan una ciudad. Al mezclar los hilos, unir las ciudades conectadas por carreteras y eliminar las "respuestas incorrectas", demostró que los hilos podían ensamblarse por sí mismos para resolver el problema.

Es imposible separar la nanotecnología de ADN de la computación basada en ADN: muchos investigadores trabajan en ambos campos y las dos comunidades tienen una relación simbiótica. El primer vínculo entre la computación del ADN y la nanotecnología del ADN fue establecido por Erik Winfree, quien sugirió que las moléculas de ADN de ramificación corta podrían "programarse" para que se sometieran a un autoensamblaje algorítmico y, por lo tanto, sirvieran como base para el cálculo 28.

Periodic building blocks of matter, such as the DNA molecules shown in Fig. 1a, represent the simplest algorithm for assembly. All components are parallel, so what is on one side of a component is also on the other side, and in every direction. Given this parallelism, if the right side complements the left, the top complements the bottom and the front complements the back, a crystal should result. Even more complex algorithms are possible if one uses components of the same shape, but with different sticky ends. For example, Winfree has shown that, in principle, DNA tiles can be used to 'count' (see figure below) by creating borders with programmable sizes for one-, two- and possibly three-dimensional assemblies 29 . If this scheme can be realized, self-assembly of precisely sized nanoscale arrays will be possible. A computation using self-assembly has been prototyped in one dimension, thereby lending some credence to the viability of algorithmic assembly 30 .


A process through which the disordered components of a system organize themselves into a defined ordered state. The process is guided by minimization of the free energy of the system. Protein folding is an example of molecular self-assembly.

The design and self-assembly of DNA into pre-defined patterns and attempts to control the shapes and functions of the assembled nanostructures.

A class of mechanically interlocked molecules consisting of a ring entrapped between the two bulky ends of a dumbbell-shaped molecule.

A class of mechanically interlocked molecules comprising two or more interchained macrocyclic rings.

A molecule or a molecular system that converts random Brownian motion to directional motion at the nanoscale by doing work on the environment.

Molecular switches made of DNA that transition between at least two distinct states using a trigger — for example, pH or metal ions.

A physical parameter indicating the stiffness of a polymer such as DNA, defined as the length over which the molecule behaves like a rigid rod.

A DNA motif self-assembled from multiple single-stranded DNA oligomers to form a unit for further assembly of a nanostructure. There are usually one or more crossovers in each tile, rendering it more rigid.

A DNA partial duplex with a single-stranded overhang that can hybridize to another, complementary single-stranded overhang, thus ‘sticking’ the two partial duplexes together.

DNA nanostructures formed by folding a long single-stranded DNA scaffold via hybridization of many short DNA complements, known as staple strands.

The long single-stranded DNA template molecule, running through a whole DNA origami structure.

The points at which a DNA single strand exits its hybridization axis and enters an adjacent helix to continue its hybridization in the second helical axis.

The short DNA oligomers (usually 20–60 nucleotides long) used to staple different segments of the scaffold together and form a pre-determined geometry.

Distances between two consecutive crossovers, which are a multiple of 7 bp in a honeycomb packing and a multiple of 8 bp in a square packing.

A DNA structure approximating a geometrical shape at its edges, through tiling of its surfaces by non-overlapping polygons that do not leave a gap.

Topological surface features of a DNA nanostructure, in the forms of protrusions and recessions that are capable of forming base-stacking interactions between two shape-complementary features, thus binding them.

Also known as deoxyribozyme, DNA enzyme or catalytic DNA. A DNA oligonucleotide with a specific sequence that performs a chemical reaction similar to enzymes.

Strand displacement reaction

(SDR). A hybridization scheme in which a longer complement (fuel strand) displaces a shorter complement (output strand) via branch migration to form a more stable duplex.

The unpaired segment of a partial DNA duplex, which can act as a seeding region to start a branch migration and a strand displacement reaction.

Small DNA oligonucleotides that can move on a molecular track by a series of hybridization–dehybridization cycles.

Originally an architectural concept a particular type of structure that maintains its integrity through pervasive tensional forces. In a tensegrity, each individual structural element is under stress, but the overall structure is stable.

Oligonucleotides or small peptides that bind specifically to a target molecule.

The mechanisms by which molecular motors use random thermal noise to produce directional motion.


Diferencias en las tasas de replicación del ADN entre bacterias y eucariotas

La replicación del ADN se ha estudiado muy bien en bacterias, principalmente debido al pequeño tamaño del genoma y al gran número de variantes disponibles. E. coli tiene 4,6 millones de pares de bases en un solo cromosoma circular, y todo se replica en aproximadamente 42 minutos, comenzando desde un solo origen de replicación y avanzando alrededor del cromosoma en ambas direcciones. Esto significa que se agregan aproximadamente 1000 nucleótidos por segundo. El proceso es mucho más rápido que en eucariotas. La Tabla 1 resume las diferencias entre las replicaciones bacterianas y eucariotas.

tabla 1. Diferencias entre la replicación procariota y eucariota


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Two tricks in one bundle: helix–turn–helix gains enzymatic activity

Many examples of enzymes that have lost their catalytic activity and perform other biological functions are known. The opposite situation is rare. A previously unnoticed structural similarity between the λ integrase family (Int) proteins and the AraC family of transcriptional activators implies that the Int family evolved by duplication of an ancient DNA-binding homeodomain-like module, which acquired enzymatic activity. The two helix–turn–helix (HTH) motifs in Int proteins incorporate catalytic residues and participate in DNA binding. The active site of Int proteins, which include the type IB topoisomerases, is formed at the domain interface and the catalytic tyrosine residue is located in the second helix of the C-terminal HTH motif. Structural analysis of other ‘tyrosine’ DNA-breaking/rejoining enzymes with similar enzyme mechanisms, namely prokaryotic topoisomerase I, topoisomerase II and archaeal topoisomerase VI, reveals that the catalytic tyrosine is placed in a HTH domain as well. Surprisingly, the location of this tyrosine residue in the structure is not conserved, suggesting independent, parallel evolution leading to the same catalytic function by homologous HTH domains. The ‘tyrosine’ recombinases give a rare example of enzymes that evolved from ancient DNA-binding modules and present a unique case for homologous enzymatic domains with similar catalytic mechanisms but different locations of catalytic residues, which are placed at non-homologous sites.

The wealth of biochemical, sequence and structural information accumulated over the years of molecular biology provides examples of proteins that change function in the course of evolution (1𠄴). Enzymes having a chemical requirement for invariant amino acids in the active site are particularly vulnerable to selection pressure. Using sequence similarity, one can detect proteins evolutionarily related to enzymes but lacking catalytic activity due to disruption of their active sites. These proteins may function, for example, as transcription regulators (4). Given that an overwhelming majority of homologs to such proteins are indeed enzymes and that the non-catalytic variants are uncommon (4), there is little doubt about the direction of evolution in these cases: the enzyme has lost its activity⾬quired a new function. The reverse path of evolution is rather rare. There are few examples of normally non-enzymatic domains that gain catalytic activity (5,6), particularly for transcription regulators. One such example is discussed here.

The helix–turn–helix (HTH) DNA-binding motif is ubiquitous and detected in many transcription regulators (7𠄹). HTH transcription factors are diversified across a variety of orthologous families and the HTH motif is incorporated into several structural scaffolds (9). The most common of these scaffolds, hereafter referred to as homeodomain-like (HHTH), has a hydrophobic core of two α-helices (helices B and C) completed by another, usually N-terminal, α-helix (helix A). This structure can be described as a right-handed three-helical bundle (Fig. ​ (Fig.1b). 1 b). Some examples of HHTH proteins are homeodomains, AraC-type transcriptional activators and members of the winged HTH family (HHTHw), typified by the C-terminal domain of catabolite gene activator protein (CAP) (7). HTH bundles can usually be distinguished from other three-helical structures by a sequence signal in the HTH motif (8�). Very divergent representatives with known spatial structure can be recognized by the characteristic packing of α-helices B and C at nearly a right angle to each other (Fig. ​ (Fig.1b, 1 b, helices B1� and B2�, Fig. ​ Fig.1c). 1 c). The turn between α-helices B and C offsets α-helix C so that the N-terminal part of C is packed against the middle of B. α-Helix B is usually short (two or three turns) and C, which binds to the DNA major groove, is longer (12). A monophyletic origin for most HHTH proteins has been proposed (8).

Structural similarity between Cre recombinase and MarA. Ribbon diagrams of (a) Cre recombinase from bacteriophage P1 (pdb entry 1crx, residues A154�) and (B) MarA transcription regulator from E. coli (pdb entry 1bl0, residues A9�) in complex with DNA drawn by Bobscript (48), a modified version of Molscript (49). The structures were superimposed and then separated for clarity. N- and C-termini are labeled. The spatially equivalent structural elements are colored correspondingly in the two structures. N- and C-terminal HHTH domains are colored red and blue, respectively. α-Helices of the HTH motifs are in darker color. The turns in the HTH motifs are yellow and the loop connecting two HHTH domains is green. Long insertions (i1 and i2) in the first HHTH domain of Cre recombinase are shown in gray. DNA chains are orange. α-Helices are labeled A, B and C followed by a domain index (1 or 2). Side chains of active site residues in Cre recombinase are shown in ball-and-stick presentation. (C) The stereodiagram of Cre recombinase (red) and MarA (blue) superposition. The Cα traces of protein and DNA segments are shown. The regions used in r.m.s.d. minimization are outlined in darker colors. Superposition was performed using the InsightII package (MSI Inc) according to the DALI alignment (34). (D) Structure-based sequence alignment of Cre recombinase (1crx) and MarA (1bl0) generated by DALI (34). The starting and ending residues are numbered and the segments are labeled with the same letters as in (a) and (b). Color shading of the regions is the same as in (a) and (b). Invariant residues are shown in bold white letters boxed with black and conserved substitutions are shown in bold. The number of residues omitted from the alignment are shown in parentheses. The active site residues are marked with a red dot above the alignment and their side chains are displayed in (a).

Site-specific recombination allows living organisms to rearrange and redistribute their genetic content by cutting and rejoining DNA segments at specific sequences. Recombinases catalyze DNA breakage, strand exchange and ligation. One of the two major recombinase types, the λ integrase family (Int), uses a tyrosine nucleophile in a reaction that proceeds through a stable 3′-phosphotyrosine DNA𠄾nzyme intermediate (13,14). The structures of several family members, namely bacteriophage λ integrase (15), bacteriophage HP1 integrase (16), XerD from Escherichia coli (17) and Cre recombinase from bacteriophage P1 (Fig. ​ (Fig.1a) 1 a) (18), have recently been solved. The most extensive structural information obtained concerns the DNA-binding mode and mechanism of Cre enzyme (19,20). X-ray crystallography revealed that type IB topoisomerases (21), which include eukaryotic (22,23) and viral (24) enzymes, also belong to the Int family due to extensive conservation of the structural core, active site arrangement and the catalytic mechanism (25,26).

The Int family has always been treated as a unique fold without much structural similarity to other proteins (27�). SCOP (30,31) groups Int family structures into the fold named 𠆍NA-breaking/rejoining enzymes’ of α+β class. CATH (32) places them in the ‘mainly α’ class with non-bundle architecture. However, structure similarity searches with such programs as DALI and VAST initiated with Cre recombinase coordinates (18) (pdb entry 1crx, Fig. ​ Fig.1a) 1 a) reveal a highly significant and striking match that spans the entire length of the MarA transcriptional activator molecule (33) (pdb entry 1bl0, Fig.  1 b). DALI (34,35) superimposes 88 Cα atoms of 1crx (322 residues) and 1bl0 (116 residues) with a Z score of 4.0, r.m.s.d. of 3.3 Å and 17% identity in the resulting sequence alignment (Fig. ​ (Fig.1d). 1 d). VAST (36) aligns 78 Cα atoms of these proteins with a PAG value of 0.0002, r.m.s.d. of 2.5 Å and a sequence identity of 16.7%. Additionally, superposition of Cα traces of Cre recombinase and MarA results in an almost perfect superposition of DNA molecules present in the crystals (Fig. ​ (Fig.1a𠄼) 1 a𠄼) despite the fact that DNA coordinates were not used in r.m.s.d. minimization. Thus the modes of DNA binding are essentially identical for Cre recombinase and MarA. Such an extensive structural resemblance combined with similar substrate binding and non-random sequence identity (18%, Fig. ​ Fig.1c) 1 c) argues for homology (3,37) between DNA-breaking/rejoining enzymes and MarA. Surprisingly, similarity between the two proteins remained unnoticed to date.

MarA is a member of the AraC family of transcription activators that control expression of a variety of genes (33). The MarA structure consists of two HHTH modules with a unique mutual arrangement, previously unrecognized for multi-HTH proteins, in which two HHTH domains are approximately related by a translation (33) (Fig. ​ (Fig.1b). 1 b). This arrangement results in tight packing of the two domains and places two almost parallel DNA-binding helices in the major groove at a separation of one DNA double helix turn (Fig. ​ (Fig.1b). 1 b). Both MarA domains have structural counterparts in the Cre recombinase𠄽NA complex and all six MarA α-helices are superimposable between the two proteins (Fig. ​ (Fig.1). 1 ). The homology of Cre and MarA suggested by structural, functional and sequence similarity implies that the catalytic segment of Int proteins consists of two consecutive HHTH domains. However, it is difficult to determine at present if the common ancestor of Int and MarA already contained two HHTH domains or if duplications in these proteins occurred in parallel. Interestingly, among the four articles describing different independently solved Int protein structures (15�), only one discusses the structural similarity of the first HHTH domain in Int proteins with the HTH motif of the catabolite activator protein DNA-binding domain (17). X-ray crystallography revealed that the second HHTH domain, which contains a catalytic tyrosine residue, is conformationally variable between different representatives of the family, as well as between different DNA complexes of the same Cre protein, and thus might fold into the HHTH structure upon DNA binding only (15�,27�). For example, in λ integrase the catalytic tyrosine is modeled in a flexible β-strand-like region. Such flexibility might be necessary for proper functioning of the enzymatic HHTH domain. It is well known that the active sites of many enzymes include regions of higher flexibility to accommodate changes in the substrate during catalysis. Therefore, it is likely that the second HHTH domain, which contains most of the active site residues (Fig. ​ (Fig.1a 1 a and c), acquired some structural flexibility while the first HHTH domain, which is used mostly for DNA binding in a standard HTH-like manner, remained rigid.

Thus the Int family fold has likely evolved by a duplication of an ancient HHTH protein (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, red and blue). The first HHTH domain was elaborated with long insertions (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, gray) placed in the ‘turn’ region (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, yellow) of the HTH motif. These insertions are structured in subdomains that contain small β-sheets (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, gray). It is not unusual for HTH proteins to incorporate insertions in ‘turn’ regions, found for example in the endonuclease FokI (38). The presence of these subdomains disrupting the HTH motif masks the sequence signal and prevents motif detection in Int proteins by sequence analysis. The first HHTH domain of Int proteins is used primarily for DNA binding while the second HHTH domain is adapted to a catalytic role.

The following question arises: are there other examples of HTH domains that are not only present in an enzyme as nucleotide-binding modules but possess enzymatic activity (i.e. carry at least some of the catalytic residues)? PDB (39,40) searches by DALI (34,35) and VAST (36,41) reveal domains of different topoisomerases that contain catalytic tyrosine residues as members of the HHTH fold. The presence of HHTH domains in type IA, II and VI topoisomerases (42�) has been detected previously (44�). Topoisomerase IA, II and VI HHTH domains contain a small amount of β-sheet and should be classified as CAP-like ‘winged’ HTH domains (Fig.  2 a, c and d). Notably, all of these enzymes possess a catalytic mechanism similar to the one established for Int proteins, i.e. tyrosine is utilized as a nucleophile and found in an HHTH domain. The Int family includes type IB topoisomerases. Thus an evolutionary connection exists between all ‘tyrosine’ DNA-breaking/rejoining enzymes with known structure, namely type IA, IB, II and VI topoisomerases, which all contain an enzymatic HHTH module. Structure superpositions of these domains in the four enzymes reveal that the position of the catalytic tyrosine residue is not structurally conserved (Fig.  2 e). In the topoisomerase VI structure (44) Tyr103 is placed in α-helix B (Fig. ​ (Fig.2a) 2 a) in the Int family, including topoisomerase IB (21,22,24,47) and Cre recombinase (18), Tyr324 (Cre numbering) is incorporated in α-helix C (Fig. ​ (Fig.2b) 2 b) in topoisomerase IA (42) Tyr319 is at the C-terminal end of the first β-stand in the ‘wing’ segment of the HHTH domain (Fig.  2 c) in topoisomerase II (43) Tyr782 is located after a long loop at the beginning of the second β-strand in the ‘wing’ (Fig. ​ (Fig.2d). 2 d). The sites in homologous HTH domains where catalytic tyrosines are located are not homologous therefore, the catalytic properties of HTH domains in DNA-breaking/rejoining enzymes are likely to have evolved independently in parallel. Thus catalytic HHTH domains provide a unique example of homologous enzymes with a similar mechanism but different location of active site residues which are placed at non-homologous sites.

Catalytic HHTH domains with a topoisomerase-like mechanism. Ribbon diagrams of (a) DNA topoisomerase VI A subunit from Methanococcus jannaschii (pdb entry 1d3y, residues A72�), (B) Cre recombinase from bacteriophage P1 (pdb entry 1crx, residues A286�), (C) topoisomerase I from E. coli (pdb entry 1ecl, residues 279�), and (D) topoisomerase II from yeast Saccharomyces cerevisiae (pdb entry 1bgw, residues 699�) were drawn by Bobscript (48), a modified version of Molscript (49). Corresponding α-helices are labeled A, B and C. α-Helices of the HTH motifs are in a darker color. The turns in the HTH motifs are yellow. β-Strands are shown as purple arrows. The side chains of catalytic tyrosine residues are shown in ball-and-stick presentation and are colored red. Dots in (c) replace a long partially disordered insertion. (mi) Structure-based sequence alignment of domains shown in (a)–(d). The starting and ending residues are numbered and the three helices are labeled. The number of residues omitted from the alignment are shown in brackets. Color shading of these regions matches that in (a)–(d). Residues at conserved hydrophobic positions are shown in bold. The catalytic tyrosine residues are shown in white and are boxed with red. The HHTH domain of 1ecl (c) is circularly permuted, which is reflected in the residue numbering of the segment.


DNA and genetic organization

The physicochemical properties conferred by DNA sequence not only determine bending and melting preferences, but also correlate strongly with the genetic organization of both eukaryotic and bacterial chromosomes. In general, the coding sequences of genes have a G/C-rich bias [45, 112] . In part, this is because the codons for the most abundant amino acids also have a G/C-rich bias [113, 114] . The corollary is that noncoding DNA sequences, including introns as well as 5′ and 3′ flanking DNA sequences, are generally more A/T-rich. Indeed the most A/T-rich and most thermodynamically unstable DNA sequences in the Saccharomyces cerevisiae genome are located in 3′ flanking regions [110] . This distribution of base composition on a genomic scale implies that, on average, coding sequences are stiffer or less bendable, whereas noncoding sequences are both more flexible and more susceptible to strand separation. However, in apparent contradiction to these variations in flexibility, in eukaryotic chromosomes coding sequences have a higher nucleosome occupancy than noncoding sequences [45, 112] . But, again, this pattern of occupancy is possibly related to another sequence-dependent physical property of the polymer, the higher intrinsic entropy of certain A/T-rich sequences [32] .

The occurrence of the more A/T-rich sequences in the flanking regions of genes has functional significance. At the 5′-end of a transcription unit there is an obvious correlation with the requirement for RNA polymerase to melt DNA prior to transcription initiation. But at the 3′-ends of transcription units, polymerase dissociates and releases the constrained unwound DNA so that it reforms a double helix. One possibility is that such regions serve as topological sinks, absorbing by writhing any positive superhelicity generated in advance of the transcribing enzyme. This would block the transmission of any such superhelicity to a neighbouring gene with the potential for disrupting its chromatin structure. Instead, the writhed DNA would serve as an appropriate substrate for relaxation by topoisomerases in particular, topoisomerase II, which is preferentially associated with actively transcribed genes [115] . Topoisomerase II, together with topoisomerase I, is also found in regions of low nucleosome occupancy at promoters [115] . However, measurement of the association of topoisomerase II with its optimal binding sites is precluded because of their highly repetitive and redundant nature.

The relationship of the physicochemical properties of DNA to chromosome organization and function in not only apparent at the level of individual genes and transcription units, but is also a feature of whole bacterial chromosomes. These chromosomes comprise, in general, a single circular DNA molecule which can vary in length from

0.5 Mb to 6–10 Mb. Remarkably in these chromosomes, at least in most γ-Proteobacteria, gene order is highly conserved such that those genes that are highly expressed during exponential growth are clustered near the origin of DNA replication, whereas those that are more active during episodes of environmental stress resulting in the cessation of growth are more frequent in the vicinity of the replication termini [116, 117] . However, not only is there a gradient of gene organization from origin to terminus, but also this gradient correlates, on average, with a gradient of base composition so that in each replichore the most stable, G/C-rich, DNA is close to the origin while the least stable is at the terminus [117] . This average pattern of course includes wide variations at the level of individual genes. Yet another feature that exhibits a graded response from origin to terminus is the distribution of binding sites for DNA gyrase [116, 118] , a topoisomerase that inserts negative superhelical turns into DNA [55] . Again these are concentrated primarily in proximity to the origin of replication and thus create the potential for the DNA in this region to be more highly negatively supercoiled than that close to the terminus. This overall pattern of organization can couple chromosome structure to energy availability [69] . When bacteria are shifted to a fresh rich growth medium, ATP levels rise, activating DNA gyrase and thus increasing the negative superhelical density of the chromosome [60] . This would be localized to the origin-proximal region and would, in turn, activate the genes producing the necessary components for growth – the transcription and translation machinery – as well as providing an appropriate environment for DNA replication. Once DNA replication is initiated, the passage of the replisomes along the two replichores would by itself generate a gradient of superhelicity by the Liu/Wang principle [56] , with the more negatively supercoiled DNA again being located closer to the origin and the more relaxed DNA close to the terminus. Again, by analogy to transcriptions, the DNA close to the terminus, in concert with topoisomerases, might act as a topological barrier between the two replichores. The bacterial chromosome thus functions as a topological machine in which the overall distribution of DNA sequences reflects the coupling between the processing of the replisomes and gene expression.

Although the Liu/Wang principle was initially conceived as applying to naked DNA, it is equally valid when considered in the context of higher order structures generated by DNA packaging. In eukaryotic nuclei, despite the existence of the 30 nm fibre en vivo being recently questioned [118] , the left-handed coiling of the nucleosome stacks responds to torsional forces – such as those generated by transcription – by unwinding on application of positive torsion and correspondingly rewinding with applied negative torsion [119] .


Contributors and Attributions

Connie Rye (East Mississippi Community College), Robert Wise (University of Wisconsin, Oshkosh), Vladimir Jurukovski (Suffolk County Community College), Jean DeSaix (University of North Carolina at Chapel Hill), Jung Choi (Georgia Institute of Technology), Yael Avissar (Rhode Island College) among other contributing authors. Original content by OpenStax (CC BY 4.0 Download for free at http://cnx.org/contents/185cbf87-c72. [email protected]).

Dr. Todd Nickle and Isabelle Barrette-Ng (Mount Royal University) The content on this page is licensed under CC SA 3.0 licensing guidelines.


Ver el vídeo: Estructura del ADN (Diciembre 2022).