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¿Qué sustancias químicas y estructuras controlan la * dirección * del crecimiento de las plantas en hojas, tallos y raíces?

¿Qué sustancias químicas y estructuras controlan la * dirección * del crecimiento de las plantas en hojas, tallos y raíces?


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Si desea una planta específica, digamos los guisantes que estoy cultivando y que compré en Agway. Noté que crecen hacia la fuente de luz a través de la ventana cercana. También creo que las raíces funcionan de la misma manera para el agua / minerales. Además, ¿varios tipos de hormigas no encuentran la comida conceptualmente de manera idéntica?

Cuánto de esto es verdad? Por favor corrija:

  • Creo que de manera análoga a las colonias de hormigas, las plantas intentarán crecer en todas las direcciones inicialmente, y solo continuarán creciendo en direcciones que den la mayor cantidad / suficiente luz / agua / minerales. Si una dirección es infructuosa o se vuelve infructuosa, esa sección se marchita. Después del estado inicial, la planta comenzará a ramificarse en direcciones fuera de las ubicaciones en secciones de plantas que aún crecen y ese ciclo continúa hasta que ninguna de las plantas pueda ser sostenida y todo se marchite (plantas perennes) o ralentice su metabolismo hasta el punto en que podrían sobrevivir a esas condiciones hasta que se recuperaran nuevamente (como la supervivencia estacional de invierno de las especies de árboles). Además, no es como si decidieran en qué dirección ir. Ese tipo de decisión renunciaría a ir en otra dirección. Y no estoy seguro, pero no creo que las plantas tengan capacidad de decisión de todos modos. crecen en la dirección en la que crecen mejor.

PARTE 1: Fototropismo

El movimiento del brote de la planta hacia la luz se llama fototropismo. Este proceso es estimulado principalmente por la luz azul. El fotorreceptor involucrado se llama Phot1 (Fototropina 1) o JK244.

Las auxinas como el IAA (ácido indol acético) son hormonas vegetales, expresadas en gran medida en meristemo, que provocan el crecimiento de los brotes. Al iluminarse, esta fototropina, a través de mensajeros actualmente desconocidos, provoca la inhibición de Auxina transporte en el lado iluminado. Esto hace que el lado no iluminado crezca más y, por lo tanto, se doble la planta hacia la luz.

La imagen representa un modelo más antiguo que proponía el movimiento lateral de la auxina. El mecanismo mencionado en el último párrafo es el modelo actualmente aceptado. La siguiente figura ilustra el 'transporte de auxinas polares'

Para obtener más detalles, consulte esta buena revisión sobre fototropismo.

PARTE 2: Geotropismo e hidrotropismo

El geotropismo o gravitropismo es el movimiento de las raíces hacia la tierra (gravedad) y el hidrotropismo es el movimiento de las raíces hacia el agua. Ambos fenómenos interactúan entre sí y comparten algunas vías comunes. Pero la hidrotropsima puede inhibir el geotropismo y es evidente en condiciones en las que la raíz se dirige hacia una fuente de agua adyacente.

La señalización de etileno y auxina está involucrada en el crecimiento de las raíces tanto en el geotropismo como en el hidrotropismo. En el geotropismo, la auxina es estimulada por estatolitos (granos de almidón agrupados y unidos a la membrana) en los amiloplastos, los orgánulos que almacenan el almidón. El modelo sugiere que el amiloplst se sedimenta bajo la influencia de la gravedad y, por lo tanto, afecta el transporte polar de auxinas (la segunda figura ilustra de manera coincidente el transporte de auxinas polares en el geotropismo).

Se desconoce el sensor de humedad exacto, pero se sabe que el ácido abscísico (ABA), que es bien conocido por su participación en la tolerancia a la sequía, afecta el hidrotropismo.

MIZ1 / 2 son algunas proteínas que participan de forma única en el hi- drotropismo.

Ambas vías dependen del calcio como mensajero secundario. Para concluir, estas vías no son tan claras como las del fototropismo.

Referencia:

  1. http://www.academicjournals.org/ajar/pdf/Pdf2006/Nov/Dexian%20and%20South.pdf
  2. http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1360138504002717
  3. http://www.plantphysiol.org/content/133/4/1677.full

Su declaración es parcialmente correcta, pero no del todo.

Como embrión animal, la semilla, aún cerrada, ya está formada, con la distinción entre raíz, tallo y hojas. Diminutos pero ya los hay.

Todo el resto de la semilla (en este caso dos cotiledones) es una especie de masa alimenticia, y sirve como reserva alimenticia para la plántula, hasta el momento del enraizamiento y la consecución de la independencia energética.


Como animales, la planta busca, ante todo, agua. La primera necesidad de agua viene determinada por la necesidad de romper la piel que cierra la semilla. Si no hay presencia de agua, la semilla se seca y no brota.

Si "siente" el agua, la semilla bebe, se hincha y la piel se rompe. En esta etapa también podemos decir que la semilla es consciente de dónde puede encontrar agua. No creo que se hayan hecho estudios sobre la conciencia de lo alto y lo bajo (orientación). En el borde de ríos y lagos, la semilla también puede encontrar un terreno favorable por encima de sí misma.

La dirección del agua determina un esfuerzo, que también puede llevar a la rotación de la semilla en la posición correcta para emitir la radícula hacia el agua (y la tierra). En este tiempo el embrión "come" las reservas nutricionales contenidas en la semilla.

Entonces, precisamente, deciden en qué dirección ir. Cuando el lugar y la posición son correctos, la semilla se ha abierto y la parte a comer está casi comida, luego más ligera. La radícula crece hasta la primera, tanto en tamaño como en longitud. Se engancha al suelo y establece una base firme. Comienza a beber directamente (y no por absorción de los tejidos de la semilla) y comienza a expulsar la plántula, generalmente en la dirección opuesta.

La plántula "siente" la energía de la luz y se dirige a eso.


Si las plantas tienen capacidad de decisión o no, aún no se ha establecido. Pero a mí personalmente me parece que un ADN funcional debe poder permitir que cada sujeto maneje cada situación (consistente con su estructura) de la mejor manera para sí mismo.

Esto parece haberse comprobado para los animales. Una cierta capacidad de pensamiento, es decir, de tomar decisiones, es absolutamente funcional en un enorme ahorro energético en la necesidad de codificación y en la estructura del ADN.


Sé poco sobre la vida de las colonias de hormigas. Pero lo sé todo sobre las abejas. Un enjambre que se desprende de la colmena para fundar una nueva colonia, también se detiene dos o tres veces. Envía exploradores, seguidos por arquitectos y, si el lugar es el adecuado, los arquitectos tienen una red y la cera de abejas comienza a construir.

Tu mención de las hormigas no me basta para encontrar similitudes.


¿Qué sustancias químicas y estructuras controlan la * dirección * del crecimiento de las plantas en hojas, tallos y raíces? - biología

Dibuje y etiquete diagramas de planos para mostrar la distribución de tejidos en el tallo y la hoja de una planta dicotiledónea.

Se debe utilizar girasol, frijol u otra planta dicotiledónea con una distribución de tejido similar. Tenga en cuenta que los diagramas en planta muestran la distribución de los tejidos (por ejemplo, xilema, floema) y no muestran células individuales. A veces se les llama diagramas de "baja potencia".

Resuma tres diferencias entre las estructuras de las plantas dicotiledóneas y monocotiledóneas.

Los maestros deben enfatizar tres diferencias entre plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas (los ejemplos incluyen: venación paralela versus en forma de red en las hojas, distribución del tejido vascular en los tallos, número de cotiledones, órganos florales en múltiplos de 3 en monocotiledóneas versus 4 o 5 en dicotiledóneas, fibrosas raíces adventicias en monocotiledóneas versus raíz principal con ramas laterales en dicotiledóneas).

Explique la relación entre la distribución de tejidos en la hoja y las funciones de estos tejidos.

Esto debería restringirse a las plantas dicotiledóneas. Las funciones deben incluir: absorción de luz, intercambio de gases, soporte, conservación de agua y transporte de agua y productos de la fotosíntesis.

Identificar modificaciones de raíces, tallos y hojas para diferentes funciones: bulbos, tubérculos del tallo, raíces de almacenamiento y zarcillos.

Indique que las plantas dicotiledóneas tienen meristemas apicales y laterales.

Los meristemos apicales a veces se denominan meristemas primarios y los meristemas laterales como cambium. Los meristemos generan nuevas células para el crecimiento de la planta.

Compare el crecimiento debido a los meristemos apicales y laterales en plantas dicotiledóneas.

Explique el papel de la auxina en el fototropismo como ejemplo del control del crecimiento de las plantas.


I. Asignación en perspectiva

Los ambientes acuáticos permiten que una amplia gama de plantas unicelulares y multicelulares coexistan y prosperen sin una especialización morfológica extensa (Niklas, 2000). Por el contrario, la separación física de recursos en entornos terrestres ha obligado a una división de funciones mucho más fuerte dentro de la mayoría de las plantas terrestres vasculares. La planta vascular arquetípica tiene hojas que fijan carbono (C), tallos que proporcionan soporte mecánico y una vía hidráulica, y raíces que absorben nutrientes y agua y proporcionan anclaje. La cantidad relativa de biomasa presente en los diversos órganos, que llamamos "asignación de biomasa" por conveniencia (ver Sección III para una discusión sobre este tema), no es fija pero puede variar con el tiempo, entre ambientes y entre especies. Una comprensión cuantitativa de tales patrones es de fundamental importancia para la ecología y la evolución de las plantas, y tiene muchos usos en la práctica e implementación agrícolas, ya que estos patrones, y el grado en que varían entre especies, establecen límites a la producción y utilización de biomasa (Niklas, 1994 Reich, 2002).

Nuestro conocimiento de la base fisiológica que subyace a la variación en la asignación de biomasa es deficiente, pero debería comenzar con una comprensión de la regulación del transporte de azúcar desde las hojas hasta los sumideros metabólicos (Farrar y Jones, 2000). Desafortunadamente, la tasa de transporte instantáneo y la partición de azúcares solo se pueden medir con C marcado isotópicamente y tomografía por emisión de positrones por resonancia magnética (MRI-PET) (Minchin & Thorpe, 2003 Jahnke et al., 2010), los cuales no están fácilmente disponibles para la mayoría de los investigadores. Además, también es necesario saber cuánto C se destina a la síntesis de compuestos ricos en C y pobres en C (Poorter & Villar, 1997), y cuánto se pierde de los distintos órganos, ya sea en forma de respiración. (Lambers et al., 2002) y retranslocación (Brüggemann et al., 2011), o - en un marco ecológico - cuánto se pierde en forma de volátiles, exudados de raíces, a través de asociaciones de micorrizas, consumo por animales y como partes muertas disociadas (Reich, 2002). Ninguno de estos flujos se mide fácilmente, especialmente en un contexto de planta completa. Sin embargo, el resultado final de todos estos procesos puede evaluarse fácilmente en términos de la biomasa presente en cada uno de los tres órganos. El patrón de distribución real entre estos órganos es el foco principal de esta revisión.

Abreviatura Variable Definición Unidades
DPI Irradiancia diaria de fotones fotosintéticos Flujo de cuantos en el rango / área / tiempo de 400 a 700 nm mol m −2 d −1
LAR Relación de área foliar Área foliar / masa seca total de la planta m 2 kg −1
LMF Fracción de masa foliar Masa seca de hojas / masa seca total de plantas g g −1
NIR Tasa de ingesta de nitrógeno Captación de nitrógeno / masa seca radicular / día mmol N g −1 d −1
PNC Concentración de nitrógeno vegetal Masa seca de nitrógeno / planta mmol N g −1
Pi Índice de plasticidad (valor más alto de un rasgo a lo largo del rango de un factor ambiental considerado / valor más bajo) (* - 1 si la pendiente es negativa) Adimensional
RGR Tasa de crecimiento relativa Aumento de la masa vegetal / unidad de masa vegetal / tiempo mg g −1 d −1
Relación R / FR Proporción de rojo a rojo lejano Flujo de cuantos en el rango de 660-670 nm / flujo de cuantos en el rango de 725-735 nm mol mol −1
RMF Fracción de masa de raíz Masa seca de la raíz / masa seca total de la planta g g −1
SLA Área foliar específica Área foliar / masa seca foliar m 2 kg −1
SMF Fracción de masa del tallo Masa seca del tallo / masa seca total de la planta g g −1
Relación S / R Relación disparar a raíz (masa seca hoja + tallo) / masa seca raíz g g −1
SSL Longitud específica del tallo Longitud del tallo / masa seca del tallo m g −1
TDM Masa seca total Masa seca de hojas, tallos y raíces. gramo
ULR Tasa unitaria de hojas Aumento de la masa seca total de la planta / área foliar / tiempo g m −2 d −1

Al final, la planta debe equilibrar la asignación a hojas, tallos y raíces de una manera que coincida con las actividades y funciones fisiológicas realizadas por estos órganos.

dónde METROY y METROX representan las masas de los órganos Y y X, respectivamente. El parámetro α refleja la relación RGR entre los órganos X e Y (Ledig y Perry, 1966), que es igual a 1.0 cuando el crecimiento de la planta está en el estado estacionario (Ingestad y Ågren, 1991), pero puede desviarse de la unidad debido a perturbaciones ambientales o ontogenéticas. desarrollo, o como consecuencia de una variación interespecífica cuando los datos provienen de múltiples especies.

Las gráficas alométricas basadas en la ecuación 3 son muy instructivas para comprender las relaciones observadas entre los órganos y poderosas para resumir el desarrollo de las plantas a lo largo del tiempo. Las fracciones de masa tienen la ventaja de que pueden relacionarse directamente con la RGR y la fisiología reales (consulte la ecuación 1). La mejor información se obtiene analizando los datos en ambos sentidos.


Estrategias de investigación y aplicaciones potenciales

El enfoque básico utilizado en la investigación alelopática para cultivos agrícolas ha sido examinar tanto las plantas de cultivo como la vegetación natural por su capacidad para suprimir las malezas. Para demostrar la alelopatía, se debe establecer el origen vegetal, la producción y la identificación de aleloquímicos, así como la persistencia en el medio ambiente a lo largo del tiempo en concentraciones suficientes para afectar a las especies vegetales. En el laboratorio, los extractos de plantas y los lixiviados se examinan comúnmente por sus efectos sobre la germinación de semillas con un mayor aislamiento e identificación de aleloquímicos a partir de pruebas de invernadero y suelo de campo, lo que confirma los resultados de laboratorio. También se deben considerar las interacciones entre plantas alelopáticas, cultivos hospedantes y otros organismos no objetivo. Además, la aleloquímica puede proporcionar estructuras o plantillas básicas para desarrollar nuevos herbicidas sintéticos. Los estudios han dilucidado los aleloquímicos específicos involucrados en la supresión de malezas, incluidos los benzoxanoides en las momilactonas diterpenoides de centeno en la tabanona del arroz en los alcaloides de la hierba de cogon y los flavonoides en la antratectona de la festuca y la naftotectona en la teca (Tectona grandis) éster beta-d-glucopiranosílico de ácido abscísico en cianamida de pino rojo en arveja vellosa y un ácido graso ciclopropeno en esterculia de avellana (Esterculia foetida).

La incorporación de rasgos alelopáticos de plantas silvestres o cultivadas en plantas de cultivo a través de métodos tradicionales de reproducción o ingeniería genética también podría mejorar la biosíntesis y liberación de aleloquímicos. Ahora se ha demostrado la base genética de la alelopatía en el trigo y el arroz de invierno. En ambos cultivos se conocen cultivares específicos con potencial alelopático aumentado.

Un cultivo alelopático se puede usar potencialmente para controlar las malezas plantando una variedad con cualidades alelopáticas, ya sea como un cultivo sofocante, en una secuencia de rotación, o cuando se deja como residuo o mantillo, especialmente en sistemas de labranza baja, para controlar el crecimiento posterior de malezas. . Por ejemplo, en un estudio, el mantillo de centeno tuvo efectos supresores sobre el pigweed y la verdolaga común, pero no tuvo efectos sobre el velvetleaf y los corderos comunes. Un cultivo de cobertura otoñal de rábano forrajero tuvo efectos de supresión de malezas en el cultivo de la temporada siguiente. En un estudio de campo de varias estaciones, cuando se aplica como enmienda del suelo, la harina de semillas de mostaza derivada de la mostaza blanca (Sinapis alba) fue eficaz para la supresión de malezas en la cebolla dulce orgánica, pero el daño a los cultivos también fue significativo.

Alternativamente, la aplicación de compuestos alelopáticos antes, junto con o después de herbicidas sintéticos podría aumentar el efecto general de ambos materiales, reduciendo así las tasas de aplicación de herbicidas sintéticos. Se han informado algunos intentos sobre la aplicación de extractos acuosos de plantas alelopáticas en cultivos para la supresión de malezas. En un estudio, un extracto de brassica (Brassica napus), sorgo y girasol se utilizó en trigo de secano para reducir con éxito la presión de las malezas. Cuando se mezcló en tanque un extracto de agua vegetal alelopático con atrazina, se logró un grado significativo de control de malezas en el trigo con una dosis reducida de herbicida. Los residuos de girasol con un herbicida previo a la siembra (Treflan & reg) mejoraron la supresión de malezas en las habas.


Lista de hormonas vegetales

Auxina

Esta hormona está presente en el embrión de la semilla, las hojas jóvenes y las yemas apicales y el meristemo # 8217.

  • Estimulación del alargamiento celular, división celular en el cambium, diferenciación del floema y xilema, iniciación de la raíz en esquejes de tallo, desarrollo de la raíz lateral en cultivo de tejidos
  • Retraso de la senescencia de la hoja
  • Supresión del crecimiento de la yema lateral cuando se suministra a partir de yemas apicales.
  • Inhibición o promoción de la abscisión de frutos y hojas mediante estimulación con etileno.
  • Crecimiento y cuajado de frutos inducidos a través de auxinas en algunas plantas
  • La auxina puede retrasar la maduración de la fruta
  • En las bromelias, la hormona auxina promueve la floración.
  • Estimulación de las partes de las flores, feminidad de las flores dioicas y producción de una alta concentración de etileno en las plantas con flores.

Citoquinina

Se sintetizan en las raíces y luego se transportan a otras partes de la planta.

Funciones de las citoquininas

  • Estimulación de la división celular, crecimiento de yemas laterales y dominancia apical
  • Estimulación de la iniciación de brotes y formación de yemas en cultivo de tejidos.
  • Agrandamiento de las células foliares que estimula la expansión foliar.
  • Mejora de la apertura de los estomas en algunas especies de plantas.
  • Los etioplastos se convierten en cloroplastos mediante la estimulación de la síntesis de clorofila.

Etileno

El etileno está presente en los tejidos de los frutos en maduración, los nudos de los tallos, las hojas senescentes y las flores.

Funciones del etileno

  • Conduce a la liberación del estado de inactividad
  • Estimula el crecimiento de brotes y raíces junto con la diferenciación.
  • Abscisión de hojas y frutos
  • Inducción de flores en bromelias
  • Estimulación de la feminidad de las flores dioicas.
  • Se estimula la apertura de las flores.
  • Estimulación de la senescencia de flores y hojas.
  • Estimulación de la maduración de la fruta.

Ácido abscísico

El ácido abscísico se encuentra principalmente cerca de hojas, tallos y frutos inmaduros.

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Funciones del ácido abscísico

  • Estimulación del cierre de estomas.
  • Inhibición del crecimiento de los brotes.
  • Induciendo semillas para sintetizar el almacenamiento de proteínas.

Giberelina

Las giberelinas están presentes en los meristemos de las yemas y raíces apicales, las hojas jóvenes y el embrión.

Funciones de las giberelinas

  • Estimula la elongación del tallo
  • Conduce al desarrollo de frutos sin semillas.
  • Retrasa la senescencia en hojas y frutos cítricos
  • Finaliza la latencia de las semillas en plantas que requieren luz para la inducción de la germinación.

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La teoría de la cohesión-tensión

El principal mecanismo para el transporte de agua a larga distancia se describe mediante la teoría de la cohesión-tensión, según la cual la fuerza impulsora del transporte es la transpiración, es decir, la evaporación del agua de las superficies de las hojas. Las moléculas de agua se cohesionan (se pegan juntas) y son arrastradas hacia arriba de la planta por la tensión, o fuerza de tracción, ejercida por la evaporación en la superficie de la hoja.

El agua siempre se moverá hacia un sitio con menor potencial hídrico, que es una medida de la energía química libre del agua. Por definición, el agua pura tiene un potencial hídrico de 0 megapascales (MPa). Por el contrario, al 20 por ciento de humedad relativa, el potencial hídrico de la atmósfera es de -500 MPa. Esta diferencia significa que el agua tenderá a evaporarse en la atmósfera. El agua dentro de las plantas también tiene un potencial negativo, lo que indica que el agua tenderá a evaporarse en el aire desde la hoja. Las hojas de las plantas de cultivo a menudo funcionan a -1 MPa, y algunas plantas del desierto pueden tolerar potenciales hídricos de las hojas tan bajas como -10 MPa. El agua de las plantas puede existir a potenciales hídricos tan bajos debido a las fuerzas cohesivas de las moléculas de agua. La estructura química de las moléculas de agua es tal que se cohesionan con mucha fuerza. Según la teoría de la cohesión-tensión, cuando la luz del sol golpea una hoja, la evaporación resultante primero causa una caída en el potencial hídrico de la hoja. Esto hace que el agua se mueva de tallo a hoja, lo que reduce el potencial hídrico en el tallo, lo que a su vez hace que el agua se mueva de raíz a tallo y del suelo a raíz. Esto sirve para sacar agua a través del xilema tejido de la planta.


Molde de hoja

El hongo Passalora fulva causa el moho de la hoja. Se observa por primera vez en las hojas más viejas cerca del suelo, donde el movimiento del aire es escaso y la humedad es alta. Los síntomas iniciales son manchas de color verde pálido o amarillento en la superficie superior de la hoja, que se agrandan y se vuelven de un amarillo distintivo.

En condiciones de humedad, las manchas en la superficie inferior de las hojas se cubren con un crecimiento gris y aterciopelado de las esporas producidas por el hongo. Cuando la infección es grave, las manchas se fusionan y el follaje muere. Ocasionalmente, el hongo ataca tallos, flores y frutos. La fruta verde y madura puede tener una podredumbre negra y correosa en el extremo del tallo.

El moho de la hojaPassalora fulva) sobre follaje de tomate.
Joey Williamson, © 2012 HGIC, Clemson Extension

El moho de la hojaPassalora fulva) en la superficie inferior de la hoja.
Joey Williamson, © 2012 HGIC, Extensión de Clemson

El hongo sobrevive en los residuos de los cultivos y en el suelo. Las esporas se propagan por la lluvia, el viento o las herramientas. Las semillas pueden estar contaminadas. El hongo depende de una alta humedad relativa y alta temperatura para el desarrollo de la enfermedad.

Prevención y tratamiento amp: Los residuos de cultivos deben eliminarse del campo. Estabilizar y podar para aumentar la circulación del aire ayuda a controlar la enfermedad. Separe más las plantas de tomate para una mejor circulación del aire entre las plantas. Evite mojar las hojas al regar. Rotar con verduras que no sean tomates. El uso de un programa de fungicidas preventivos con clorotalonil, mancozeb o fungicida de cobre puede controlar la enfermedad. Consulte la Tabla 1 para conocer los productos fungicidas para uso doméstico en el jardín.


Control y Coordinación en Plantas

A pesar de no tener órganos de los sentidos, las plantas también pueden sentir cosas y responder a ellas. Las plantas responden a cosas como la luz, la gravedad, el tacto, el agua, etc. Estos son estímulos ambientales para una planta. Las plantas coordinan su comportamiento utilizando sus hormonas y responden a los cambios ambientales. Esto lo hacen al afectar el crecimiento de una planta.

Por lo tanto, los pantalones usan solo hormonas para coordinar su comportamiento. Responden a los estímulos muy lentamente porque no tienen sistema nervioso. Las hormonas vegetales se denominan fitohormonas.

Inactividad: La condición inactiva de una parte de una planta en la que el metabolismo casi se detiene se llama latencia. Por ejemplo, semillas, brotes, etc.

Hormonas vegetales

El sistema de control y coordinación en las plantas se realiza mediante hormonas vegetales. Afectan el crecimiento de una planta en uno u otro aspecto. El crecimiento de una planta se divide en tres etapas:

Por lo tanto, una hormona vegetal no solo controla estas etapas del crecimiento de las plantas, sino que también promueve la ruptura de la latencia, la caída de las hojas, el crecimiento de los frutos, la maduración de los frutos, el envejecimiento de las plantas, etc.

Los cuatro tipos de hormonas vegetales responsables del control y la coordinación en las plantas son:

Mientras que las auxinas, giberelinas y citoquininas promueven el crecimiento de una planta, el ácido abscísico previene o dificulta el crecimiento de una planta.

La hormona auxinas controla la respuesta de la planta a la luz y la gravedad. Está formado por las células presentes en la punta del tallo y las raíces. Esta hormona aleja a la planta de la luz y la acerca a la gravedad. Acelera el crecimiento del tallo y ralentiza el crecimiento de las raíces.

Este diagrama explica la flexión de un tallo o brote de una planta hacia la luz por la acción de la "hormona auxina".

Las auxinas promueven el agrandamiento celular, la diferenciación celular y el crecimiento de la fruta.

Giberelinas

La hormona giberelina actúa en presencia de la hormona auxina y promueve el agrandamiento y la diferenciación celular. También promueve el crecimiento de la fruta, el alargamiento de los brotes y la ruptura del letargo en semillas y brotes.

Esta hormona promueve la división celular en las plantas y rompe la latencia en semillas y brotes. También retrasan el envejecimiento de las hojas y favorecen la apertura de los estomas.

Ácido abscísico

Esta hormona inhibe el crecimiento de una planta. Por lo tanto, el ácido abscísico promueve la latencia en semillas y brotes. Favorece el cierre de los estomas, el marchitamiento y caída de las hojas y el desprendimiento de frutos y flores de la planta.

Movimiento de la planta

Las plantas están fijas en un lugar y no pueden moverse físicamente de un lugar a otro. Pero las plantas aún muestran movimiento al usar hormonas bajo la influencia de estímulos. Este movimiento se nota en el crecimiento desigual de las dos regiones de una planta.

Por ejemplo, la hormona auxina acelera el crecimiento de un tallo. Entonces, si un lado de un tallo tiene más hormona auxina que el otro, entonces el lado del tallo que tiene más hormonas se doblará. Esto muestra el movimiento de una planta.

El movimiento de las plantas debido a estímulos externos son de dos tipos: tropismo y desagradables.

Cuando la dirección del estímulo externo decide la dirección de la respuesta en forma de crecimiento, se denomina tropismo. Por lo tanto, el tropismo es el movimiento de crecimiento direccional de una parte de la planta. Puede ser en la dirección del estímulo o lejos del estímulo. Por lo tanto,

  • Si el crecimiento de una planta está en la dirección del estímulo, se llama tropismo positivo.
  • Si el crecimiento de una planta es en la dirección opuesta o alejada del de un estímulo, se llama estímulo negativo.

Tipos de tropismo

Hay cinco estímulos en el entorno. Son luz, gravedad, químicos, agua y tacto. Estos estímulos dan cinco tipos de tropismo. Son fototropismo, geotropismo, quimiotropismo, hidrotropismo y tigmotropismo.

Cuando una parte de la planta se mueve en respuesta a la luz, se llama fototropismo. Si el tallo de una planta en crecimiento se mueve o se inclina hacia la luz, es fototropismo positivo y si la raíz de una planta se aleja de la luz, esto significa que las raíces de una planta muestran fototropismo negativo.

Cuando una parte de una planta se mueve en respuesta a la gravedad, se llama geotropismo. Por ejemplo, las raíces de una planta se mueven hacia abajo, por lo que muestran un geotropismo positivo y el tallo se mueve hacia arriba, por lo que muestra un geotropismo negativo.

Cuando una parte de la planta se mueve en respuesta a un estímulo químico, se llama quimiotropismo. Aquí el estímulo es químico. Por ejemplo, el crecimiento del tubo polínico hacia el óvulo durante la fertilización en una flor se llama quimiotropismo positivo.

Cuando una parte de la planta se mueve en respuesta al agua, se llama hidrotropismo. Aquí el estímulo es agua. Las raíces de una planta se mueven hacia el agua, por lo que muestran un hidrotropismo positivo.

Cuando una parte de la planta muestra un movimiento direccional en respuesta al toque de un objeto, se llama tigmotropismo. Por ejemplo, los zarcillos de una planta trepan hacia cualquier soporte que toque.

Respuesta de las plantas a la luz: Fototropismo

El tallo y las hojas de una planta se mueven en la dirección de la luz solar. Entonces, cuando una planta se cultiva en un campo abierto donde la luz del sol proviene de arriba, el tallo de una planta crece recto hacia arriba. Sin embargo, si una planta se mantiene en un lugar donde la luz del sol proviene de una sola dirección, entonces el tallo de la planta se dobla solo en esa dirección. Por otro lado, las raíces de una planta se desvían de la dirección de la luz solar.

Realizaremos un experimento para mostrar esto. Una planta en maceta se mantiene en campo abierto donde la luz solar proviene de arriba. Entonces, el tallo de una planta crece hacia arriba y las raíces también crecen rectas pero en dirección hacia abajo. Ahora, mantenemos esta maceta de tallo recto y raíces en una habitación oscura cerca de una ventana con la luz del sol proveniente de un solo lado (derecha). Después de unos días observamos que el tallo de una planta responde a la luz y se mueve hacia el lado derecho y las raíces de la planta se mueven hacia el lado izquierdo que está alejado de la luz solar.

Para mostrar la respuesta de una planta a la luz (Fototropismo)

Esto sucede debido a la acción de la hormona auxina.

  • Cuando la luz del sol proviene de la parte superior, la hormona auxina presente en la punta del tallo se esparce uniformemente por el tallo y lo hace crecer hacia arriba.
  • Cuando la luz del sol cae solo en el lado derecho, la hormona auxina prefiere permanecer en la sombra y se acumula en el lado izquierdo.
  • Dado que hay más hormona auxina en el lado izquierdo del tallo, hace que el lado izquierdo crezca más rápido que el lado derecho. Por lo tanto, el tallo se dobla hacia la derecha.
  • La hormona auxina tiene un efecto opuesto sobre las raíces de una planta. Es por eso que cuando la luz del sol cae sobre el lado derecho de las raíces, la hormona auxina se acumula en el lado izquierdo y obstaculiza su crecimiento desde ese lado. Por eso, las raíces se doblan hacia la izquierda.

Respuesta de las plantas a la gravedad: geotropismo

Las raíces de la planta crecen hacia la tierra que muestra un geotropismo positivo y el tallo crece hacia arriba alejándose del tirón de la gravedad que muestra un geotropismo negativo. Esto se puede demostrar mediante un experimento.

  • Mantenga una planta en maceta en una posición normal. Vemos que las raíces crecen hacia abajo y el tallo crece hacia arriba.
  • Ahora inclina la planta en maceta y mantenla horizontalmente en la superficie.
  • Después de unos días, notamos que las raíces de la planta en maceta crecen hacia la tierra y el tallo de la planta se dobla hacia arriba alejándose de la fuerza de la gravedad.

Este diagrama muestra la respuesta de una planta a la gravedad o al geotropismo.

Respuesta de las plantas a los productos químicos: quimiotropismo

La sustancia azucarada actúa como estímulo para el crecimiento del tubo polínico hacia el óvulo. Esto sucede porque el estigma maduro en el carpelo de una flor secreta una sustancia química en el estilo hacia el ovario. Esta sustancia azucarada actúa como un estímulo para el grano de polen que responde haciendo crecer un tubo polínico en la dirección descendente en el estilo de un carpelo y llega al óvulo de la flor para la fertilización.

Este diagrama muestra la respuesta de una parte de la planta "polen" a una sustancia química secretada por el estigma o el quimiotropismo.

Respuesta de las plantas al agua: hidrotropismo

Las raíces siempre crecen en la dirección del agua, incluso si tienen que crecer contra la fuerza de la gravedad o hacia los lados. Esto se puede demostrar mediante un experimento.

Tomemos dos bebederos de vidrio y llenemos dos tercios de ellos con tierra. En ambos comederos plantamos una pequeña plántula. En la segunda artesa colocamos una pequeña olla de barro dentro del suelo. Rieguemos la tierra en la primera artesa diariamente y pongamos agua en la olla de barro colocada dentro de la tierra en la segunda artesa.

Un experimento para mostrar la respuesta de una planta al agua o al hidrotropismo.

Después de unos días, extraiga la plántula de ambos comederos. Notaremos que las raíces de la plántula de la primera artesa son rectas y que las de la segunda artesa en la que se colocó la vasija de barro llena de agua se han inclinado hacia el lado en el que se colocó la vasija de barro.

Esto muestra que las raíces de una planta crecen hacia el agua.

Respuesta direccional de una planta al tacto de un objeto: tigmotropismo

Hay algunas plantas que no pueden mantenerse erguidas por sí mismas y necesitan apoyo. Estas plantas se llaman plantas trepadoras y tienen órganos llamados zarcillos. Los zarcillos son el crecimiento delgado en forma de hilo en los tallos y hojas de las plantas trepadoras. Los zarcillos son sensibles al tacto de otro objeto. Cuando los zarcillos entran en contacto con otro objeto, se dobla hacia el objeto creciendo hacia él, se enrolla alrededor del objeto y se aferra a él. Este movimiento sinuoso de una planta trepadora se llama tigmotropismo.

Este diagrama muestra la respuesta de una parte de la planta "zarcillo" al tacto de un objeto, aquí una vara de bambú.

Por ejemplo, la calabaza amarga, la calabaza de botella, la vid de uva, etc., tienen zarcillos de tallo y guisantes, lirio de gloria, etc., tienen zarcillos de hojas.

La utilidad de los movimientos tropicales

Los movimientos tropicales ayudan a la planta a sobrevivir. Por ejemplo, las raíces de la planta son positivamente geotrópicas y esa es la razón por la que siempre irán hacia abajo en la tierra, incluso si se plantan boca abajo. Además, la raíz crecerá hacia el agua, ya que es positivamente hidrotrópica. Además, el brote crecerá hacia arriba ya que es geotrópico negativamente.

Movimientos desagradables o násticos

Cuando la dirección de la respuesta en una planta no está determinada por la dirección del estímulo, se denomina movimiento nástico. El movimiento nástico no es el movimiento direccional de la parte de la planta.

En el movimiento nástico, cualquiera que sea la dirección del estímulo, todas las partes de la planta se mueven igualmente en la misma dirección. Este tipo de movimiento se ve generalmente en hojas, pétalos de flores, etc.

Este diagrama muestra los movimientos násticos en las hojas de la planta sensible (Mimosa pudica) causados ​​por el "tacto".

A continuación se muestran los ejemplos de movimiento nástico:

  • Cuando tocamos las hojas de una planta sensible como la mimosa pudica, se pliegan.
  • Es debido al estímulo de la luz que los pétalos de la flor del diente de león se abren por la mañana y se cierran por la noche.
  • Es debido al estímulo de la luz que los pétalos de la flor de luna se cierran por la mañana y se abren en la oscuridad por la noche.

El movimiento nástico puede ser o no un movimiento de crecimiento.

Thigmonasty

El movimiento de una parte de la planta en respuesta al toque de un objeto se llama tigmonastía. En este caso, el movimiento de una parte de la planta no es direccional. El estímulo para la tigmonastía es el tacto.

La sensible planta mimosa pudica, también conocida como touch-me-not, es un ejemplo de thigmonasty. Si tocamos las hojas de esta planta, inmediatamente se pliegan y se caen.

La planta sensible tiene pulvini en la base de cada hoja. Este pulvini contiene mucha agua en sus células y debido a la presión interna del agua son firmes y mantienen la hoja erguida. Entonces, tan pronto como tocamos las hojas, hay una pérdida repentina de agua debido a hinchazones en forma de almohadilla (pulvini). Es por eso que el pulvini pierde su firmeza y deja caer.

Cuando tocamos el lugar sensible, los impulsos eléctricos viajan a través de las células de la planta y actúan sobre la hormona vegetal. La hormona vegetal migra el agua de las células del pulvinus a los espacios intercelulares de la otra mitad del pulvinus. Esta pérdida de agua hace que pulvini pierda firmeza y por tanto sus hojas se caigan.

Después de 15 a 30 minutos, el agua vuelve a las células y la hoja vuelve a su forma original.

Las hojas de las plantas sensibles se pliegan debido a la pérdida de agua del pulvinus en su base.

El movimiento de una parte de la planta, generalmente pétalos de flores, en respuesta a la luz se llama fotonastia. El movimiento no es direccional. El estímulo en la fotonastía es la luz. El diente de león y la flor de luna son ejemplos de fotonastia.

The opening and closing of flower petals in response to light are growth movements. This is because petals open when their outer surface grows and petals close when their outer surface grows.


How to Manage Pests

The root system of field bindweed can reach depths of up to 20 feet.

Field bindweed (left) and the larger flowers of western morningglory (right).

Field bindweed, Convolvulus arvensis, is a native of Eurasia that first was documented in California in 1884 in San Diego. By the first quarter of the twentieth century, field bindweed was proclaimed the worst weed in California and many other Western states. It most likely arrived in the United States as a contaminant in farm and garden seeds. However, because of its flowers and climbing nature, some seeds were probably planted as ornamentals, as a ground cover, in hanging baskets, or on trellises. Field bindweed has been given many names including perennial morningglory, creeping jenny, bellbine, sheepbine, and cornbind.

IDENTIFICATION

The first two leaves (cotyledons) of a field bindweed seedling are nearly square with a shallow notch at the tip (Figure 2). Plants that arise from rhizomes (underground stems) lack these seed leaves. The first true leaves are arrowhead shaped and have petioles (leaf stems) that are flattened and grooved on the upper surface.

Mature field bindweed plants have arrowhead-shaped leaves that can be 1/2 to 2 inches long, depending on environmental conditions. Mature leaves at the base of the stem are larger than the young leaves at the stem terminal. The flowers are trumpet shaped, white to pink, and 1 to 1 1/2 inches wide.

Field bindweed is a prostrate plant unless it climbs on an object for support. It often is found growing on upright plants, such as shrubs or grapevines, with its stems and leaves entwined throughout the plant and the flowers exposed to the light. Under warm, moist conditions, leaves are larger and vines more robust than under drought conditions.

The root system has both deep vertical and shallow horizontal lateral roots. The vertical roots can reach depths of 20 feet or more. However, 70% of the total mass of the root structure occupies the top 2 feet of soil. Most of these lateral roots are no deeper than 1 foot. Experiments on bindweed have shown that its root and rhizome growth can reach 2 1/2 to 5 tons per acre.

In contrast to field bindweed, the ornamental annual morningglory (in the genus Ipomea) has a larger (2-inch wide) and more showy flower that can be white to blue or purple it also has a thicker stem that is sometimes hairy and heart-shaped leaves that are 1 1/2 inches wide and 2 inches or more long. The two species are easy to distinguish from each other.

LIFE CYCLE

Field bindweed is a hardy perennial found throughout California below the 5,000-foot elevation line. It spreads from an extensive rootstock and from seed. Most parts of the bindweed roots and rhizomes can produce buds that can create new roots and shoots. Roots capable of budding are found to depths of 14 feet. Fragments of vertical roots and rhizomes as short as 2 inches can form new plants (Figure 7). Lateral roots serve another important function. About 15 to 30 inches from the parent plant, a lateral often turns downward, becoming a secondary vertical root, and sends out both roots and shoots from the turning point. By this means a single field bindweed plant can spread radially more than 10 feet in a growing season. This extensive underground network allows for overwintering without foliage, and it can persist for many years in the soil.

One to four dark brown seeds (Figure 8) are produced in round, smooth, 1&frasl4-inch capsules. An average plant produces about 550 seeds. Within one month after forming, the seed coat matures and becomes impervious to water. Seed that is 60 years old has been found to be viable. Once the seed coat is weakened, the seed will germinate at temperatures of 41° to 104°F.

Drought tolerance is a characteristic of field bindweed. In California, it seems to prefer heavy clay soils rather than sandy soils. When water is withheld, bindweed competes better than most other plants. If an area is well watered, some ornamentals might compete better than the bindweed however, in most cases, bindweed will flourish and twine up plants. In the landscape, field bindweed will survive with sprinkler or drip irrigation. If there is no summer water, the plant reduces its seed production first and then reduces growth and leaf size, but it still will produce some flowers and seed.

IMPACT

Field bindweed is one of the most persistent and difficult-to-control weeds in landscapes and agricultural crops. It has a vigorous root and rhizome system that makes it almost impossible to control with cultivation between desirable plants or broad scale tillage alone in fact, it often spreads the infestation. Its seed has a long dormancy and can last in soil for up to 60 years. It has a climbing habit that allows the plant to grow up. In addition rhizomes have the ability to penetrate through fabric, plastic, and other barriers. Field bindweed also is very drought tolerant and once established is difficult to control even with herbicides.

If field bindweed is present, land is devalued and the weed precludes planting of many vegetable crops.

MANAGEMENT

Control of field bindweed isn&rsquot easy, and it can&rsquot be accomplished with a single treatment or in a single season. Effective control requires prevention of seed production, reduction of stored carbohydrates by deep tillage of the root system, competition for light from other plants, and constant vigilance in removing top growth. Application of herbicides, which reduce bindweed growth and kill germinating seedlings, can also be part of an integrated pest management program.

Prevención

Three practices can reduce the possibility of introducing field bindweed&mdashpurchase and plant clean seed and ornamental stock, remove any seedlings before they become perennial plants, and prevent any plants from producing seed. If topsoil is introduced to a site, it should be free of roots, rhizomes, seeds, and other bindweed propagules. It is important to control new infestations when they are small, because spot control is the least expensive and the most effective strategy.

Control Cultural

Experiments in some annual and perennial crops have demonstrated the effect of shade on bindweed growth. In these studies, alfalfa, cereal grains, sorghums, and corn partially reduced bindweed growth. Shade from shrubs and trees also should reduce growth, especially if there is another planting under the trees and the bindweed isn&rsquot allowed to climb above the foliage of these plants.

Seedlings of field bindweed are easy to control with cultivation, but only for about 3 to 4 weeks after germination. After that, perennial buds are formed, and successful control is much more difficult.

Cultivation or hoeing has been partially effective in reducing established stands of field bindweed. Cultivate about every 2 to 3 weeks and repeat whenever necessary. In conjunction with cultivation, withholding water to dry the site might help to reduce the perennial population in a summer season, assuming the roots have not tapped into deep moisture.

Landscape fabrics such as polypropylene and polyester and other mulches such as black plastic or cardboard have been effective for bindweed control if no light is allowed to reach the soil and the plant. The edges of the fabric must overlap so that the bindweed stems can&rsquot grow between the sheets and into the light. If holes are made in the fabric or plastic for plants, however, bindweed can also grow through these holes. A landscape fabric placed over soil then covered with bark or other plant-derived product (e.g., organic matter) or rock will likely keep field bindweed from emerging. It might take more than 3 years of light exclusion before the bindweed dies. Once landscape fabric or other mulch is removed, new bindweed plants might germinate from seed in the soil be sure to monitor the site and control any new seedlings. Complete death of the plant under the mulch takes 3 to 5 years.

Control químico

Herbicides have been relatively effective for suppression of bindweed, but have not been very effective for eradication (Table 1). If herbicides are used, supplementing them with appropriate preventive and cultural controls has the most success in eradication.

Turfgrass areas

In turfgrass areas field bindweed normally isn&rsquot a problem because frequent mowing reduces its vigor, though once established it will persist. Mowing the turfgrass won&rsquot get rid of established bindweed. Bindweed often will flower above the turf. For control, products containing 2,4-D and/or dicamba have been effective without injuring the grass turf. More than one application will have to be made during the summer growing season.

Ornamental areas

In ornamental landscape settings, field bindweed grows between and up through the canopy of plants. For control, products containing trifluralin, oryzalin, or pendimethalin applied before emergence will reduce perennial shoots and control the germinating seedlings, but they won&rsquot kill established bindweed plants. In open areas where there are no desirable plants, glyphosate (e.g., Roundup and other formulations) using a 2 percent solution is effective when bindweed plants are actively growing with no moisture stress. Glyphosate takes 2 to 3 weeks, depending upon the temperature at treatment, to kill the top growth, but it is effective, even though eradication isn&rsquot always possible. Glyphosate doesn&rsquot have residual activity, so repeated applications are necessary. It won&rsquot affect germination of field bindweed seed, so new seedlings will have to be controlled with mulch, preemergent herbicides, or persistent cultivation.

Some people have used a 2 percent solution (volume to volume) of glyphosate to paint the leaves of bindweed in shrub areas, but if you try this be sure not to allow the herbicide to touch mature leaves or green bark of ornamental shrubs or trees, or injury can result. To reduce the chance that glyphosate will contact desirable plants, place the bindweed vines on newspaper before painting the leaves. Once the glyphosate solution has dried on the bindweed leaves, the newspaper can be removed. Any regrowth of the field bindweed must be re-treated. Using a shield such as cardboard or wood is advisable while spraying herbicide treatments near ornamental plants.

If an area infested with bindweed is to be planted, irrigate the area to make the bindweed grow well, then treat the field bindweed with glyphosate before planting. After planting, use an appropriate preemergent herbicide or mulch and continue to control any seedlings or regrowth from the previously treated plants.

Table 1. Summary of Herbicides for Use Against Field Bindweed.
Site Material Applied to soil before seeds germinate? Applied to actively growing plants? Available for homeowner or professional use?
turfgrass 2, 4-D no yes Found only in combinations for homeowner use.
dicamba no yes Found only in combinations for homeowner use.
ornamentals glyphosate no yes Readily available for homeowner use.
oryzalin yes no Some products available for homeowner use some for professional use only.
pendimethalin yes no Readily available for homeowner use.
prodiamine yes no Readily available for homeowner use.
trifluralin yes no Readily available for homeowner use.
orchard/vineyard glyphosate no yes Readily available for homeowner use.
trifluralin yes no Readily available for homeowner use.
noncrop areas dicamba no yes Found only in combinations for homeowner use.
2, 4-D no yes Found only in combinations for homeowner use.
glyphosate no yes Readily available for homeowner use.

Orchard and vineyard areas

In orchards or vineyards where bindweed is growing beneath the branches or canes, glyphosate can be applied safely to the bindweed under the woody crop plants without injuring them, as long as tree suckers or low hanging branches aren&rsquot sprayed. For best control, apply glyphosate to the bindweed in fall when the bindweed is actively growing however, spring treatment has the additional benefit of reducing seed production, vigor, and spread of the plant. Generally, additional applications need to be made when the bindweed regrows.

Seedlings must be controlled with mulch, tillage, or preemergent herbicides before they become established plants. Repeated cultivations are required to prevent bindweed from reestablishing. Because the seed lasts such a long time in the soil, control practices must be conducted continuously. See the UC IPM Pest Management Guidelines for grapes or specific tree crops for more information on managing weeds.

Noncrop areas

In areas outside the landscape or orchard, cultivation and herbicide treatment can be used. If herbicides are to be used, treat the bindweed plants before they are drought stressed. Use a translocated herbicide, such as glyphosate, or a combination of glyphosate and dicamba, in areas where its use is allowed, when the plant is actively growing. There is a plant-back interval to crops based on the crop to be planted. Re-treatments will be necessary to control both established plants and seedlings. If possible, grow a competitive planting of other plants to reduce field bindweed growth and a crop that has herbicides available to use.

REFERENCIAS

Bell, Carl, 1990. Non-Chemical Control of Field Bindweed. Calif. Weed Sci. Conf. Proceedings. 42:74&ndash77.

Holt, Jodie. 1990. Field Bindweed&mdashBiology and Distribution. Calif. Weed Sci. Conf. Proceedings. 42:64&ndash67.

Mitich, L. W. 1991. Field Bindweed. Weed Tech. 5:913&ndash915.

Mitich, L. and G. Kyser. 1990. History and Taxonomy of Field Bindweed. Calif. Weed Sci. Conf. Proceedings. 42:55&ndash65.

Swan, D. G., and R. J. Chancellor. 1976. Regenerative capacity of field bindweed roots. Weed Sci. 24:306&ndash308.

Weaver, S. E., and W. R. Riley. 1982. The biology of Canadian weeds. Poder. J. Plant Sci. 62:461&ndash472.

Wright, S. D., G. Fischer, and A. Lange, 1990. Systems Approach to Control of Field Bindweed. Calif. Weed Sci. Conf. Proceedings. 42:68&ndash75.

Yerkes, D., C. N. Weller, and S. C. Weller. 1996. Diluent volume influences susceptibility of field bindweed (Convolvulus arvensis) biotypes to glyphosate. Weed Tech. 10:565&ndash569.

PUBLICATION INFORMATION

Pest Notes: Enredadera de campo
UC ANR Publication 7462

Authors: S. D. Wright, UC Cooperative Extension, Tulare/Kings Co. C. L. Elmore, Plant Sciences emeritus, UC Davis and D. W. Cudney, Botany and Plant Sciences emeritus, UC Riverside.

Produced by UC Statewide IPM Program, University of California, Davis, CA 95616

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Statewide IPM Program, Agriculture and Natural Resources, University of California
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Terms and Concepts

To do this science project, you should know what the following terms mean. Have an adult help you search the Internet or take you to your local library to find out more.

  • Geotropism
  • Statocyte
  • Statolith
  • Signal transduction
  • Stimulus perception
  • Cellular response

Preguntas

  • Does geotropism cause the root to grow faster, or does it just determine the direction of growth?
  • Do roots grow in random directions when they are blocked from growing downward?
  • What other types of tropism are displayed by plants?
  • How would plants develop in a zero-gravity environment?

How Do Plant Roots Grow? The Answer Might Rely On A Chemical Dye

How do plants grow? This is one of those questions that you assume scientists have figured out by now. The truth is that we’re still learning more about plants every day. And now, thanks to the chemistry of a glowing dye molecule, researchers just might have resolved a nagging debate about growing plant roots. Someday, this insight could help farmers grow hardier food sources, crops that may become a high priority given looming consequences of climate change, such as drought.

"Over 130 years ago, Charles Darwin postulated that there might be a growth-promoting substance in plants," Salk Institute plant biologist Wolfgang Busch says in a statement. "Today we know that this substance is the hormone auxin, and modern scientific tools are finally allowing us to deeply probe its role as a major driver of plant structure and growth." Busch is senior author of the new research, which appears in the journal procedimientos de la Academia Nacional de Ciencias.

Researchers have been probing the role of auxins— a family of plant hormones— for decades. In the 1970s, experts put forward their best idea for how these hormones help plants grow. Here’s how that theory goes. You may recall from high school biology that plants don’t have skeletons, yet they can grow to staggering heights. What makes that possible? It’s cell walls— the rigid, sturdy barrier around each plant cell. Now, having a biological fortress like a cell wall is great when your corn is as high as an elephant’s eye.

You can thank plant cell walls for California redwoods' massive heights. (Shutterstock)

But rigid walls don’t leave much room for plants to grow. Here, the scientists concluded, is where auxins come in. The idea is that the auxin hormones trigger a dip in pH, ultimately loosening the cell wall. You may have learned about the pH scale in high school as well, but maybe you didn’t know that pH is a very important factor in biology. As a reminder, acids, like battery acid, have a low pH, and bases, like drain cleaner, have a high pH.

Since the 1970s, plant scientists have accumulated plenty of evidence that this auxin/pH lowering theory makes sense for plant shoots— the stems, leaves, buds, and the like. Plant roots, however, have proven more complicated. Some studies show auxins lowering pH, but others show that auxin raises pH, which would block growth rather than promote it. These contradictory results are the root of a longstanding scientific debate. Pun entirely intended.

To resolve the contradiction, researchers needed the right tool. They needed a way to look at pH, in plant roots, at the level of individual cells. Fortunately, chemists have come up with plenty of pH indicators— dyes and proteins that change color in response to a change in pH. The most famous pH indicator— phenolphthalein— is a typical sight in a high school chemistry lab. It starts out colorless in acidic (low) pH and turns vibrant pink at basic (higher) pH.

Over the years, plant researchers have tried tackling the debate with several different combinations of pH indicators. For technical reasons, they couldn’t quite find the right dye for their plant roots. Now, though, Busch and his team say they’ve found the right dye: 8-hydroxypyrene-1,3,6-trisulfonic acid trisodium salt, or HPTS for short. This dye isn’t brand new, but it ticked all the right boxes: nontoxic, fluorescent, sensitive to pH, able to dissolve in water, and designed to reach just the right region of individual plant root cells.

Structure of HPTS, a dye that tracks pH changes in plant root cells.

Busch’s team, principally postdoctoral fellow Elke Barbez of Vienna’s Gregor Mendel Institute, used the weed Arabidopsis thaliana in their studies. This plant is related to cabbage, and it’s the go-to plant for research because it is small, it grows quickly, and scientists know a great deal about its biology and its genome. Barbez, Busch, and the rest of the team first confirmed that lowering plant root cells’ pH does indeed lead to root growth.

With that settled, the team used their dye to measure pH while using a separate glowing tracker to keep tabs on auxin. With this setup, as well as a specialized microscope, they could ask, how much auxin is around in a given part of a plant root? What’s happening to pH in those same areas of the roots? And finally, are the cells growing in response?

These two microscope images depict different fluorescent dyes used to understand how auxin hormones . [+] change pH to help roots grow. In the top image, auxin signaling is green and the plant's outer layer is red. In the bottom image, obtained with help from the HPTS dye, lower (more acidic) pH is depicted in blue, whereas higher pH is depicted in green or yellow. (Credit: Elke Barbez/Gregor Mendel Institute)

Elke Barbez/Gregor Mendel Institute

Sure enough, the dye delivered answers. As is true of so many debates, both camps in the root kerfuffle were partially right. At low concentrations, auxin triggers a lowering of pH, loosening up rigid cell walls so plant roots can grow. However, at higher concentrations, auxin temporarily raises pH, putting a damper on root growth. The researchers think that the reason for the temporary pH increase plays a role in the process by which plant roots respond to gravity and grow downwards. In the typical dry and understated writing that’s so common in scientific papers, the researchers lay out their explanation for the many years of confusion:

The contradictions in the current literature may be explained by the varying experimental conditions of previous studies, such as times.

So there you have it. The right chemical tool, a glowing dye, may just have cleared up decades’ worth of confusion, simply by making it straightforward to conduct experiments over many different lengths of time. Talk about the benefits of a good dye job.


Ver el vídeo: Reproducción en plantas - Ciencias Naturales (Diciembre 2022).