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¿Es posible injertar plantas de diferentes familias?

¿Es posible injertar plantas de diferentes familias?


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Por ejemplo, tengo un portainjerto de cicuta oriental (Pinaceae) y quiero injertar un vástago de Dawn Redwood (Cupressaceae) en él. es posible? ¿Es posible algo así?


No. Las excepciones siempre son posibles, pero sería digno de mención.

Solo encuentro estas notas en: https://courses.cit.cornell.edu/hort494/mg/specific.grafting/compatibility.html

Interfamiliar

Aunque hay algunos informes de formación de uniones de injerto a corto plazo entre especies herbáceas relacionadas lejanamente (interfamiliares), no hay informes confirmados de injertos interfamiliares entre plantas perennes leñosas.

Un informe extremadamente curioso de la compatibilidad natural del injerto interfamiliar que debe considerarse no confirmado, e incluso improbable, fue la observación de La Rue (1934) […]


¿Es posible injertar plantas de diferentes familias? - biología

En el proceso de injerto, una rama de una especie de planta se une a una planta de otra especie y se induce a crecer. A menudo se usa para mejorar el vigor de los árboles frutales, es una práctica común injertar una rama de una sabrosa especie de manzana, como Red Delicious, en un patrón de una manzano silvestre resistente, de rápido crecimiento, pero no tan sabroso. Cuando una rama se injerta con éxito, termina compartiendo el sistema vascular de la planta en la que se injerta. Los sistemas vasculares de las plantas, a diferencia de nuestros sistemas circulatorios, son bastante simples: las células del xilema en forma de tubo transportan agua y nutrientes desde las raíces hacia arriba, y las células del floema transportan el azúcar de las hojas, donde se fabrica, al resto de la planta. Generalmente, las necesidades de nutrientes de las plantas son muy similares, incluso entre grupos de plantas tan diferentes como las gimnospermas y las angiospermas, por lo que teóricamente sería posible injertar unas sobre otras.

La mayoría de los injertos son realizados por humanos, pero algunas plantas parásitas pueden injertar ellos mismos en los sistemas vasculares de sus anfitriones! De hecho, entre las plantas parásitas, hay muchos ejemplos del tipo exacto de injerto que mencionaste, entre una gimnosperma y una angiosperma. El genero Arceuthobium, en la familia de las angiospermas Santalaceae, consta de 42 especies que son parásitos de las coníferas (gimnospermas). Aquí hay una buena foto de un abeto con un Arceuthobium infestación.

En su pregunta, menciona la idea de "crear nuevas especies" injertando gimnospermas y angiospermas. Este es un pensamiento intrigante, pero desafortunadamente sería imposible. En plantas (y animales), las líneas celulares del cuerpo se dividen en dos categorías: células somáticas y células germinales. Las células somáticas producen el cuerpo del organismo y le permiten funcionar en el mundo, mientras que las células germinales se utilizan en la reproducción. El injerto es un proceso que solo involucra células somáticas, por lo que los cambios producidos no se transmitirán a la siguiente generación. Teóricamente sería posible injertar las células germinales de una gimnosperma en una angiosperma, o viceversa, pero el injerto no afectaría a las semillas en sí. Resultarían ser solo gimnospermas (si la planta de origen fuera una gimnosperma) o solo angiospermas (si la planta de origen fuera una angiosperma). Para que un grupo de organismos se considere una especie, sus características únicas deben transmitirse de generación en generación en su material genético.


Contenido

  • Precocidad: Capacidad para inducir la fecundidad sin necesidad de completar la fase juvenil. La juventud es el estado natural a través del cual debe pasar una plántula antes de que pueda volverse reproductiva. En la mayoría de los árboles frutales, la juventud puede durar entre 5 y 9 años, pero en algunas frutas tropicales, por ejemplo, el mangostán, la juventud puede prolongarse hasta 15 años. El injerto de vástagos maduros en portainjertos puede dar como resultado la fructificación en tan solo dos años.
  • Enanismo: Para inducir el enanismo o tolerancia al frío u otras características del vástago. La mayoría de los manzanos de los huertos modernos se injertan en árboles enanos o semienanos plantados a alta densidad. Proporcionan más fruta por unidad de tierra, de mayor calidad, y reducen el peligro de accidentes por parte de las cuadrillas de cosecha que trabajan en escaleras. Se debe tener cuidado al plantar árboles enanos o semienanos. Si un árbol de este tipo se planta con el injerto debajo del suelo, entonces la porción del vástago también puede desarrollar raíces y el árbol seguirá creciendo a su tamaño estándar.
  • Facilidad de propagación: Porque el vástago es difícil de propagar vegetativamente por otros medios, como por esquejes. En este caso, se utilizan esquejes de una planta fácilmente enraizada para proporcionar un patrón. En algunos casos, el vástago se puede propagar fácilmente, pero el injerto aún puede usarse porque es comercialmente la forma más rentable de cultivar un tipo particular de planta.
  • Crianza híbrida: Acelerar la madurez de híbridos en programas de mejoramiento de árboles frutales. Las plántulas híbridas pueden tardar diez o más años en florecer y dar fruto en sus propias raíces. El injerto puede reducir el tiempo de floración y acortar el programa de reproducción.
  • Robustez: Porque el vástago tiene raíces débiles o las raíces de las plantas madre son tolerantes a condiciones difíciles. p.ej. muchas plantas de Australia Occidental son sensibles a la muerte regresiva en suelos pesados, comunes en los huertos urbanos, y se injertan en parientes más resistentes del este de Australia. Grevilleas y eucaliptos son ejemplos.
  • Robustez: Para proporcionar un tronco alto y fuerte para ciertos arbustos y árboles ornamentales. En estos casos, se hace un injerto a la altura deseada en una planta madre con un tallo fuerte. Esto se usa para cultivar rosas 'estándar', que son rosales de tallo alto, y también se usa para algunos árboles ornamentales, como ciertas cerezas lloronas.
  • Resistencia a enfermedades / plagas: En áreas donde las plagas o patógenos transmitidos por el suelo impedirían la siembra exitosa del cultivar deseado, el uso de portainjertos tolerantes a plagas / enfermedades permite la producción del cultivar que de otro modo no tendría éxito. Un ejemplo importante es el uso de portainjertos para combatir la filoxera.
  • Fuente de polen: Para proporcionar polinizadores. Por ejemplo, en huertos de manzanas de una sola variedad bien plantados o mal planificados, se pueden injertar ramas de manzano silvestre a intervalos regularmente espaciados en los árboles de las hileras, digamos uno de cada cuatro árboles. Esto se encarga de las necesidades de polen en época de floración.
  • Reparar: Para reparar daños en el tronco de un árbol que impedirían el flujo de nutrientes, como el descortezado por parte de los roedores que ciñe completamente el tronco. En este caso, se puede usar un injerto de puente para conectar los tejidos que reciben flujo desde las raíces a los tejidos por encima del daño que se han separado del flujo. Cuando un brote de agua, un brote basal o un árbol joven de la misma especie está creciendo cerca, cualquiera de estos puede injertarse en el área por encima del daño mediante un método llamado injerto inarch. Estas alternativas a los vástagos deben tener la longitud correcta para cubrir el espacio de la herida.
  • Cambiando cultivares: Para cambiar el cultivar en un huerto de frutas a un cultivar más rentable, llamado trabajo superior. Puede ser más rápido injertar un nuevo cultivo en ramas existentes de árboles establecidos que replantar un huerto completo.
  • Consistencia genética: Las manzanas son conocidas por su variabilidad genética, incluso difiriendo en múltiples características, como tamaño, color y sabor, de frutos ubicados en un mismo árbol. En la industria agrícola comercial, la consistencia se mantiene injertando un vástago con los rasgos de fruta deseados en una planta resistente.
  • Curiosidades
    • Una práctica que a veces llevan a cabo los jardineros es injertar patatas y tomates relacionados para que ambos se produzcan en la misma planta, una sobre el suelo y otro bajo tierra. de formas muy diferentes a veces se injertan entre sí.
    • En ocasiones, se injertan múltiples cultivares de frutas, como manzanas, en un solo árbol. Este llamado "árbol genealógico" proporciona más variedad de frutas para espacios pequeños, como un patio trasero suburbano, y también se ocupa de la necesidad de polinizadores. El inconveniente es que el jardinero debe estar lo suficientemente capacitado para podarlos correctamente, o una variedad fuerte usualmente "se hará cargo". Varias variedades de diferentes "frutas de hueso" (Prunus especies) se pueden injertar en un solo árbol. A esto se le llama árbol de ensalada de frutas.
    • El modelado de árboles ornamental y funcional utiliza técnicas de injerto para unir árboles separados o partes del mismo árbol a sí mismo. Muebles, corazones, arcos de entrada son ejemplos. Axel Erlandson fue un prolífico modelador de árboles que cultivó más de 75 especímenes maduros.
    • Compatibilidad de vástago y stock.: Debido a que el injerto implica la unión de tejidos vasculares entre el vástago y el patrón, las plantas que carecen de cambium vascular, como las monocotiledóneas, normalmente no pueden injertarse. Como regla general, cuanto más cerca estén genéticamente dos plantas, más probable es que se forme la unión del injerto. Los clones genéticamente idénticos y las plantas intraespecíficas tienen una alta tasa de éxito para el injerto. El injerto entre especies del mismo género a veces tiene éxito. El injerto tiene una baja tasa de éxito cuando se realiza con plantas de la misma familia pero de diferentes géneros. Y el injerto entre diferentes familias es raro. [3]
    • Alineación y presión del cámbium: El cambium vascular del vástago y el stock deben presionarse firmemente y orientarse en la dirección del crecimiento normal. La alineación y la presión adecuadas estimulan la unión rápida de los tejidos, lo que permite que los nutrientes y el agua se transfieran de la raíz común al vástago. [4]: 466
    • Completado durante la etapa apropiada de la planta.: El injerto se completa en un momento en que el vástago y la cepa son capaces de producir callos y otros tejidos que responden a las heridas. Generalmente, el injerto se realiza cuando el vástago está inactivo, ya que la brotación prematura puede drenar la humedad del lugar del injerto antes de que la unión del injerto se establezca correctamente. La temperatura afecta en gran medida la etapa fisiológica de las plantas. Si la temperatura es demasiado cálida, puede producirse una brotación prematura. De lo contrario, las altas temperaturas pueden retardar o detener la formación de callos. [3]
    • Cuidado adecuado del sitio del injerto: Después del injerto, es importante cuidar la salud de la planta injertada durante un período de tiempo. Se utilizan varias cintas de injerto y ceras para proteger el vástago y el material de la pérdida excesiva de agua. Además, dependiendo del tipo de injerto, se utiliza hilo o hilo para agregar soporte estructural al sitio del injerto. A veces es necesario podar el sitio, ya que el portainjerto puede producir brotes que inhiben el crecimiento del vástago. [3]
    • Herramientas de corte: Es un buen procedimiento mantener la herramienta de corte afilada para minimizar el daño tisular y limpiar la suciedad y otras sustancias para evitar la propagación de enfermedades. Un buen cuchillo para injertos generales debe tener una hoja y un mango de aproximadamente 3 pulgadas y 4 pulgadas respectivamente. Los cuchillos especializados para injertos incluyen cuchillos para injerto de yemas, cuchillos quirúrgicos y cuchillos de podar. Se utilizan cuchillas, cinceles y sierras cuando el material es demasiado grande para cortarlo de otro modo.
    • Desinfectar herramientas: El tratamiento de las herramientas de corte con desinfectantes garantiza que el lugar del injerto esté libre de patógenos. Un agente esterilizante común es el alcohol absoluto.
    • Sellos de injerto: Mantiene hidratado el lugar del injerto. Los buenos sellos deben estar lo suficientemente apretados para retener la humedad y, al mismo tiempo, lo suficientemente sueltos para adaptarse al crecimiento de las plantas. Incluye tipos especializados de arcilla, cera, vaselina y cinta adhesiva.
    • Materiales de amarre y soporte: Agrega apoyo y presión al sitio del injerto para mantener el stock y el vástago juntos antes de que los tejidos se unan, lo cual es especialmente importante en los injertos herbáceos. El material empleado a menudo se humedece antes de su uso para ayudar a proteger el sitio de la desecación. El equipo de apoyo incluye tiras hechas de diversas sustancias, cordeles, clavos y tablillas. [5]
    • Máquinas de injerto: Debido a que el injerto puede requerir mucho tiempo y habilidad, se han creado máquinas de injerto. La automatización es particularmente popular para el injerto de plántulas en países como Japón y Corea, donde las tierras agrícolas son limitadas y se utilizan de forma intensiva. Algunas máquinas pueden injertar 800 plántulas por hora. [4]: 496

    Enfoque Editar

    El injerto de aproximación o la inarching se utilizan para unir plantas que, de otro modo, serían difíciles de unir. Las plantas se cultivan juntas y luego se unen para que cada planta tenga raíces debajo y crecimiento por encima del punto de unión. [6] Tanto el vástago como el stock retienen a sus respectivos padres que pueden o no ser removidos después de unirse. También se utiliza en pleaching. El injerto se puede realizar con éxito en cualquier época del año. [7]

    Bud Editar

    El injerto de yemas (también llamado brotación de virutas) utiliza una yema en lugar de una ramita. El injerto de rosas es el ejemplo más común de injerto de yemas. En este método, se extrae una yema de la planta madre y se inserta la base de la yema debajo de la corteza del tallo de la planta madre de la que se ha cortado el resto del brote. Se elimina cualquier brote extra que comience a crecer del tallo de la planta madre. Ejemplos: rosas y árboles frutales como melocotones.

    Budwood es un palo con varias yemas que se puede cortar y usar para injertos de yemas. Es un método común de propagación para árboles de cítricos. [8] [9] [10]

    Hendidura Editar

    Deslice la cuña en la hendidura de modo que quede en el borde de la madera y el centro de las caras de la cuña esté contra la capa de cambium entre la corteza y la madera. Es preferible que se inserte un segundo vástago de manera similar en el otro lado de la hendidura. Esto ayuda a sellar la hendidura. Pega alrededor de la parte superior del material para mantener el vástago en su lugar y cúbrelo con cera para injertos o compuesto sellador. Esto evita que las capas de cambium se sequen y también evita la entrada de agua en la hendidura.

    Látigo Editar

    El caldo se corta por un lado solo en un ángulo poco profundo con un cuchillo afilado. (Si la planta es una rama y no el tronco principal del patrón, entonces la superficie cortada debe mirar hacia afuera desde el centro del árbol). El vástago se corta de manera similar en un ángulo igual comenzando justo debajo de una yema, de modo que la yema está en la parte superior del corte y en el otro lado que la cara cortada.

    En la variación de látigo y lengua, se corta una muesca hacia abajo en la cara cortada del caldo y un corte similar hacia arriba en la cara del corte del vástago. Éstos actúan como las lenguas y se requiere cierta habilidad para hacer los cortes para que el vástago y el ganado se casen perfectamente. La forma alargada de "Z" agrega fuerza, eliminando la necesidad de una caña complementaria en la primera temporada (ver ilustración).

    Luego, la junta se envuelve con cinta adhesiva y se trata con un compuesto sellante de árboles o cera para injertos. Un injerto de látigo sin lengua es menos estable y puede necesitar soporte adicional.

    Stub Editar

    El injerto de talón es una técnica que requiere menos material que el injerto de hendidura y conserva la forma de un árbol. También los vástagos son generalmente de 6 a 8 yemas en este proceso.

    Una vez que se ha tomado el injerto, se extrae la rama y se trata unos centímetros por encima del injerto, para retirarla por completo cuando el injerto esté fuerte.

    Edición de cuatro solapas

    El injerto de cuatro colgajos (también llamado injerto de banano) se usa comúnmente para las nueces y se hizo popular por primera vez con esta especie en Oklahoma en 1975. Se anuncia para la máxima superposición de cambium, pero es un injerto complejo. Requiere diámetros de tamaño similar para el patrón y el vástago. La corteza del rizoma se corta y se pela en cuatro solapas, y se quita la madera dura, pareciendo algo así como un plátano pelado. Es un injerto difícil de aprender.

    Punzón Editar

    El injerto de punzón requiere menos recursos y menos tiempo. Es mejor que lo haga un injertador experimentado, ya que es posible introducir accidentalmente la herramienta demasiado en el stock, lo que reduce las posibilidades de supervivencia del vástago. El injerto de punzón se puede hacer usando un destornillador para hacer una hendidura en la corteza, sin penetrar completamente la capa de cambium. Luego inserte el vástago en cuña en la incisión.

    Chapa Editar

    Corteza (también llamada corteza) Editar

    El injerto de corteza implica injertar un pequeño vástago en el extremo de un material grueso. La culata gruesa se corta y se

    Se realiza un corte de 4 cm de profundidad de corteza paralelo a la madera, desde el extremo aserrado hacia abajo, y la corteza se separa de la madera por uno o ambos lados. El vástago tiene la forma de una cuña, exponiendo el cambium en ambos lados, y se empuja debajo de la parte posterior de la culata, con un lado plano contra la madera.

    Las ramas de los árboles y, más a menudo, las raíces de la misma especie a veces se injertan de forma natural, lo que se denomina inosculación. La corteza del árbol se puede quitar cuando las raíces hacen contacto físico entre sí, exponiendo el cambium vascular y permitiendo que las raíces se injerten juntas. Un grupo de árboles puede compartir agua y nutrientes minerales a través de injertos de raíces, lo que puede ser ventajoso para árboles más débiles, y también puede formar una masa de raíces más grande como una adaptación para promover la resistencia al fuego y la regeneración, como lo ejemplifica el roble negro de California (Quercus kelloggii). [11] Además, el injerto puede proteger al grupo de los daños causados ​​por el viento como resultado de la mayor estabilidad mecánica proporcionada por el injerto. [12] Las secuoyas albinas utilizan el injerto de raíces como una forma de parasitismo de las plantas de las secuoyas normales.

    Un problema con los injertos de raíces es que permiten la transmisión de ciertos patógenos, como la enfermedad del olmo holandés. La inosculación también ocurre a veces cuando dos tallos del mismo árbol, arbusto o vid hacen contacto entre sí. Esto es común en plantas como las fresas y la papa.

    El injerto natural rara vez se ve en plantas herbáceas, ya que esos tipos de plantas generalmente tienen raíces de vida corta con poco o ningún crecimiento secundario en el cambium vascular. [12]

    Ocasionalmente, puede producirse un llamado "híbrido de injerto" o, más exactamente, una quimera de injerto donde los tejidos del stock continúan creciendo dentro del vástago. Tal planta puede producir flores y follaje típicos de ambas plantas, así como brotes intermedios entre las dos. El ejemplo más conocido es probablemente +Laburnocytisus 'Adamii', un híbrido de injerto entre Laburno y Cytisus, que se originó en un vivero cerca de París, Francia, en 1825. Este pequeño árbol tiene flores amarillas típicas de Laburnum anagyroides, flores violetas típicas de Cytisus purpureus y curiosas flores de color rosa cobrizo que muestran características de ambos "padres". Muchas especies de cactus también pueden producir quimeras de injerto en las condiciones adecuadas, aunque a menudo se crean de forma involuntaria y esos resultados suelen ser difíciles de replicar.

    El injerto ha sido importante en la investigación de la floración. Las hojas o brotes de plantas inducidas a florecer se pueden injertar en plantas no inducidas y transmitir un estímulo floral que las induce a florecer. [13]

    La transmisión de virus de plantas se ha estudiado mediante injertos. La indexación de virus implica injertar una planta asintomática de la que se sospecha que porta un virus en una planta indicadora que es muy susceptible al virus.

    El injerto puede transferir cloroplastos (ADN especializado en plantas que pueden realizar la fotosíntesis), el ADN mitocondrial y el núcleo celular completo que contiene el genoma para potencialmente hacer una nueva especie haciendo del injerto una forma de ingeniería genética natural. [14]

    Abeto blanco Editar

    La picea blanca se puede injertar con éxito constante utilizando vástagos de 8 a 10 cm (3 a 4 pulgadas) de crecimiento actual en un patrón ahorrativo de 4 a 5 años de edad (Nienstaedt y Teich 1972). [15] Antes del injerto en invernadero, los portainjertos deben sembrarse en macetas a fines de la primavera, dejar que crezcan estacionalmente y luego someterlos a un período de enfriamiento al aire libre o durante aproximadamente 8 semanas en una habitación fresca a 2 ° C (Nienstaedt 1966). [dieciséis]

    Nienstaedt et al. (1958). [17] Se recolectaron vástagos de abeto blanco de 2 edades de madera de árboles de 30 a 60 años en el otoño y se injertaron mediante 3 métodos en plantas en macetas a las que se les habían aplicado diferentes tratamientos de duración del día antes del injerto. El material injertado recibió tratamientos de día largo y de día natural. La supervivencia fue de 70% a 100% y mostró efectos de portainjertos y tratamientos post-injerto en solo unos pocos casos. Los tratamientos de fotoperiodo y temperatura después del injerto, sin embargo, tuvieron un efecto considerable sobre la actividad del vástago y el crecimiento total. El mejor tratamiento posterior al injerto fue 4 semanas de tratamiento de día largo seguido de 2 semanas de tratamiento de día corto, luego 8 semanas de enfriamiento y finalmente tratamiento de día largo.

    Dado que los injertos de abeto blanco crecieron relativamente poco en los 2 años posteriores al injerto, Greenwood (1988) [18] y otros estudiaron técnicas para acelerar el crecimiento temprano. Los regímenes culturales utilizados para promover un ciclo de crecimiento adicional en un año implican la manipulación de la duración del día y el uso de almacenamiento en frío para satisfacer los requisitos de enfriamiento. Greenwood llevó injertos en macetas inactivos al invernadero a principios de enero y luego elevó gradualmente la temperatura durante el transcurso de una semana hasta que la temperatura mínima subió a 15 ° C. El fotoperíodo se aumentó a 18 horas utilizando iluminación incandescente. En esta técnica, los injertos se cultivan hasta que se completa el alargamiento, normalmente a mediados de marzo. Se aplica fertilizante soluble 10-52-10 en ambos extremos del ciclo de crecimiento y 20-20-20 durante el ciclo, con riego según sea necesario. Cuando se completa el alargamiento del crecimiento, la duración del día se reduce a 8 horas usando una cortina opaca. Le sigue Budset y los injertos se mantienen en el invernadero hasta mediados de mayo. Luego, los injertos se trasladan a un enfriador a 4 ° C durante 1000 horas, después de lo cual se trasladan a un marco de sombra donde crecen normalmente, con aplicaciones de fertilizante y riego como en el primer ciclo. Los injertos se trasladan a marcos fríos o invernaderos sin calefacción en septiembre hasta enero. Los tratamientos de inducción floral se inician en injertos que han alcanzado una longitud mínima de 1,0 m. Trasplante de un tamaño de maceta inicial de 4.5 litros a contenedores de 16 litros con una mezcla de suelo 2: 1: 1 de turba, marga y agregado.

    En uno de los primeros experimentos de crecimiento acelerado, los injertos de abeto blanco hechos en enero y febrero que normalmente se alargaban poco después del injerto, brotaban y permanecían en esa condición hasta la primavera siguiente, se refrigeraron durante 500, 1000 o 1500 horas a partir de a mediados de julio y se realizó un control no refrigerado en el vivero. [18] Una vez finalizado el tratamiento en frío, los injertos se trasladaron al invernadero con un fotoperíodo de 18 horas hasta finales de octubre. El incremento de altura estuvo significativamente (P 0.01) influenciado por el tratamiento con frío. Los mejores resultados se obtuvieron con el tratamiento de 1000 horas. [18]

    Posteriormente se demostró que la fase de refrigeración (tratamiento en frío) era eficaz cuando se aplicaba 2 meses antes con el manejo y el uso adecuados de cortinas opacas, lo que permite que el segundo ciclo de crecimiento se complete a tiempo para satisfacer los requisitos de inactividad antes de enero (Greenwood et al. 1988). ). [18]

    El injerto se realiza a menudo para plantas no leñosas y vegetales (tomate, pepino, berenjena y sandía). [19] El injerto de tomate es muy popular en Asia y Europa, y está ganando popularidad en los Estados Unidos. La principal ventaja del injerto es para portainjertos resistentes a enfermedades. Investigadores en Japón desarrollaron procesos automatizados usando robots de injerto ya en 1987. [20] [21] [22] Se pueden usar tubos de plástico para prevenir la desecación y apoyar la curación en la interfaz injerto / vástago. [23]

    Creciente fértil editar

    A medida que los humanos comenzaron a domesticar plantas y animales, fue necesario desarrollar técnicas hortícolas que pudieran propagar de manera confiable las cualidades deseadas de las plantas leñosas de larga vida. Aunque el injerto no se menciona específicamente en la Biblia hebrea, se afirma que el texto bíblico antiguo alude a la práctica del injerto. Por ejemplo, Levítico 19:19, que data de alrededor del 1400 a. EC, dice que "[el pueblo hebreo] no sembrará su campo con semilla mezclada" (Biblia King James). Algunos estudiosos creen que la frase semillas mezcladas incluye injertos, aunque esta interpretación sigue siendo polémica entre los estudiosos.

    El injerto también se menciona en el Nuevo Testamento. En Romanos 11, comenzando en el versículo 17, hay una discusión sobre el injerto de olivos silvestres con respecto a la relación entre judíos y gentiles.

    En el año 500 a. C., el injerto estaba bien establecido y se practicaba en la región, ya que la Mishna describe el injerto como una técnica común utilizada para cultivar vides. [24]

    China Editar

    Según una investigación reciente: "la tecnología de injertos se había practicado en China antes del 2000 aC". [25] En el tratado agrícola del siglo VI d.C. de Jia Sixie se encuentran pruebas adicionales del injerto en China. Qimin Yaoshu (Habilidades esenciales para la gente común). [26] Discute el injerto de ramitas de pera en cedro de manzana, azufaifa y granada (las manzanas domesticadas aún no habían llegado a China), así como el injerto de caquis. los Qimin yaoshu se refiere a textos más antiguos que se referían al injerto, pero esos trabajos faltan. No obstante, dada la sofisticación de los métodos discutidos y la larga historia de la arboricultura en la región, el injerto ya debe haberse practicado durante siglos para esta época.

    Grecia y Roma y la Edad de Oro islámica Editar

    En Grecia, un registro médico escrito en 424 a. C. contiene la primera referencia directa al injerto. El título de la obra es Sobre la naturaleza del niño y se cree que fue escrito por un seguidor de Hipócrates. El lenguaje del autor sugiere que el injerto apareció siglos antes de este período.

    En Roma, Marcus Porcius Cato escribió el texto latino más antiguo que se conserva en 160 a. C. El libro se llama De Agri Cultura (sobre agricultura agrícola) y describe varios métodos de injerto. Otros autores de la región escribirían sobre injertos en los años siguientes, sin embargo, las publicaciones a menudo presentaban combinaciones falaces de vástago y estirpe.

    Durante la Edad Oscura europea, las regiones árabes estaban experimentando una Edad de Oro islámica de avances científicos, tecnológicos y culturales. La creación de jardines ricamente florecidos sería una forma común de competencia entre los líderes islámicos en ese momento. Debido a que la región recibiría una afluencia de plantas ornamentales extranjeras para decorar estos jardines, el injerto se utilizó mucho durante este período. [24]

    Europa y Estados Unidos Editar

    Después de la caída del Imperio Romano, el injerto sobrevivió en los monasterios cristianos de Europa hasta que recuperó el atractivo popular durante el Renacimiento. La invención de la imprenta inspiró a varios autores a publicar libros sobre jardinería que incluían información sobre injertos. Un ejemplo, Un nuevo huerto y jardín: o la mejor manera de plantar, injertar y hacer que cualquier terreno sea bueno para un huerto rico, especialmente en el norte, fue escrito por William Lawson en 1618. Si bien el libro contiene técnicas prácticas de injerto, algunas de las cuales aún se usan hoy en día, adolece de afirmaciones exageradas de compatibilidad de vástagos y cepas típicas de este período.

    Si bien el injerto continuó creciendo en Europa durante el siglo XVIII, se consideró innecesario en los Estados Unidos, ya que los productos de los árboles frutales se usaban en gran medida para hacer sidra o alimentar a los cerdos. [24]

    Pandemia del vino francés Editar

    A partir de 1864, y sin previo aviso, las vides en Francia comenzaron a declinar drásticamente. Gracias a los esfuerzos de científicos como C. V. Riley y J. E. Planchon, se identificó al culpable como la filoxera, un insecto que infesta las raíces de las enredaderas y causa infecciones fúngicas. Inicialmente, los agricultores intentaron infructuosamente contener la plaga retirando y quemando las vides afectadas. Cuando se descubrió que la filoxera era una especie invasora introducida desde América del Norte, algunos sugirieron importar portainjertos de la región ya que las vides de América del Norte eran resistentes a la plaga. Otros, opuestos a la idea, argumentaron que los portainjertos estadounidenses imbuirían a las uvas francesas de un sabor indeseable; en cambio, prefirieron inyectar el suelo con pesticidas costosos. En última instancia, el injerto de portainjerto americano en vides francesas se hizo frecuente en toda la región, creando nuevas técnicas y máquinas de injerto. Los portainjertos estadounidenses tuvieron problemas para adaptarse al alto valor de pH del suelo de algunas regiones de Francia, por lo que la solución final a la pandemia fue hibridar las variantes estadounidense y francesa. [24]


    Múltiples injertos

    El truco para crear un árbol frutal múltiple es injertar varias variedades o especies compatibles en el mismo patrón. Esto es más fácil cuando se usa injerto de yemas, ya que el patrón experimenta menos golpes. La compatibilidad está determinada por las especies de árboles frutales que desea injertar juntos. En términos generales, deben estar muy relacionados para que el injerto se realice con éxito. A veces, los injertos incompatibles pueden sobrevivir más allá de las etapas iniciales, pero eventualmente fallan.


    Cruzar la marihuana con otra planta, como una fruta

    ¿Es posible cruzar marihuana con una planta de fresa, por ejemplo? Entonces te quedas como capullos de fresa rosa o algo así mmmmm.

    Cualquiera que tenga ideas o que lo haya probado, publícalo aquí!

    Satch

    Miembro conocido

    Cbtwohundread

    Miembro conocido

    Feroz

    Miembro conocido

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    Boneman

    Miembro conocido

    Espartano

    Miembro conocido

    Frito a 420

    Miembro conocido

    Mariapastor

    Miembro conocido

    Todo en la muñeca

    Miembro activo

    Luger187

    Miembro conocido

    ¿Es posible cruzar marihuana con una planta de fresa, por ejemplo? Entonces te quedas como capullos de fresa rosa o algo así mmmmm.

    Cualquiera que tenga ideas o que lo haya probado, publícalo aquí!

    Jogro

    Miembro conocido

    No, no puedes hacer esto.
    Como ya se mencionó, las diferentes especies simplemente no pueden cruzarse de esta manera.
    No puedes cruzar una planta de tabaco con un tomate, no puedes cruzar un mono con un perro, y no puedes cruzar una planta de cannabis con una fresa.

    Con respecto al lúpulo, esa planta está relacionada lejanamente con el cannabis, pero no está lo suficientemente cerca como para que sea posible un simple cruce.
    Me han dicho que es posible injertar una planta de cannabis en una enredadera de lúpulo, o viceversa.
    Ahora, no sé si esto es cierto, pero incluso si lo fuera, básicamente estarías creando una planta & quotfrankenstein & quot; que fuera en parte lúpulo y en parte cannabis. La parte de cannabis todavía se vería, olería y se comportaría igual que cualquier otra planta de cannabis, por lo que no engañarías a nadie y no terminarías con flores de lúpulo cargadas de THC.

    Con respecto a lo que podría denominarse ingeniería genética, sí, es posible transferir genes individuales de una especie a otra.
    Creo que parte de este tipo de trabajo se ha realizado con plantas de tabaco y, por razones obvias, una planta de tabaco podría ser un buen candidato para transferir genes de producción de THC.
    El problema es que hacer este tipo de trabajo es muy técnico, complicado y bastante caro.

    Con respecto a la producción de THC, no será un gen para transferir, sino un conjunto complejo completo de ellos, que incluye proteínas de síntesis, proteínas de transporte, proteínas reguladoras, etc. Estoy bastante seguro de que estas enzimas particulares y mecanismos reguladores de cannabinoides la producción ni siquiera se ha elaborado todavía. Incluso suponiendo que lo fueran, transferirlos al por mayor de una especie a otra de manera funcional representaría un desafío técnico sin precedentes. Por ejemplo, ¿quién puede decir que la producción de THC no se limitaría a engullir y matar una planta de tabaco?

    Hasta donde yo sé, nadie ha logrado algo ni remotamente parecido a eso antes. No diría que es "imposible", pero en la actualidad es efectivamente ciencia ficción.

    Si desea continuar con este tipo de sueños, tengo dos caminos alternativos.

    una. Encuentra * otra * planta que produzca moléculas similares al THC, y luego manipula genéticamente y / o cría selectivamente para crear cannabinoides. Desafortunadamente, siendo los humanos lo que son, me imagino que si existiera alguna otra planta de este tipo, eso ya sería bien conocido.

    B. Criar selectivamente y / o diseñar genéticamente una planta de cannabis real hasta el punto en que ya no se parezca físicamente a una. Nuevamente, esto representaría un desafío técnico enorme, aunque creo que este ángulo de ataque en particular sería bastante más fácil que, por ejemplo, ¡tratar de cruzar una planta de cáñamo con un arándano!


    Cómo injertar plantas

    Andrew Carberry, MPH es coautor (a) de este artículo. Andrew Carberry ha trabajado en sistemas alimentarios desde 2008. Tiene una Maestría en Nutrición de Salud Pública y Planificación y Administración de Salud Pública de la Universidad de Tennessee-Knoxville.

    Hay 10 referencias citadas en este artículo, que se pueden encontrar al final de la página.

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    El injerto es una técnica que consiste en combinar dos plantas o piezas de plantas para que crezcan juntas. Esto le permite combinar las cualidades de una planta fuerte y resistente a las enfermedades con las cualidades de otra planta, generalmente una que produce buenos frutos o flores atractivas. Si bien existen muchos métodos de injerto, los métodos descritos aquí deberían permitirle injertar casi cualquier plántula de vegetales o frutas, arbustos en flor e incluso ciertos árboles como los cítricos. Para obtener información sobre cómo injertar ramas más grandes o diferentes tipos de árboles, consulte el artículo Injertar un árbol.


    ¿Es posible injertar árboles frutales / en flor en un árbol de jacarandá bien establecido?

    Tengo un gran árbol de jacarandá en mi patio delantero (quizás entre 30 y 50 años). Recientemente pode algunas ramas que tenían aproximadamente 2 "de grosor. Puede ver un corte fresco en la imagen de abajo y hay algunas más en diferentes lugares.

    Ahora todos estos están al alcance de la mano y me preguntaba si sería posible injertar un vástago de un árbol frutal u otro árbol en flor en cada uno de estos nuevos tallos. Normalmente, el injerto se realiza entre plantas "similares". El artículo de wikipedia sobre portainjerto dice:

    El portainjerto puede ser una especie diferente del vástago, pero debe estar estrechamente relacionado.

    Pero, ¿qué tan "cerca" es lo suficientemente cerca? ¿Mismo género / familia / orden? Puede ser fácil encontrar árboles con flores similares a la jacarandá, pero ¿es posible injertar árboles frutales en esto?

    No he puesto mi mente en ningún árbol frutal / floreciente en particular y esto es más un experimento que querer cultivar algo para el consumo (si funciona, ¡muy bien!). Si importa, estoy en el sur de California, así que realmente no hay invierno del que hablar y las temperaturas apenas bajan de los 8-10 ºC (46-50º F).


    Las plantas injertadas juntas tienen que ser lo suficientemente similares para que se reconozcan entre sí como variedades afines. Si comienzas con un ciruelo, podrás injertar cualquier otra fruta de hueso en su tronco. Las ramas de melocotón, nectarina, albaricoque e incluso cereza son opciones viables. Alternativamente, puede intentar producir un ciruelo con tres o cuatro tipos diferentes de ciruela, desde pequeñas ciruelas italianas hasta jugosas muestras de Black Beauty.

    Dependiendo de la edad de su árbol de portainjerto y la cantidad de ramas que tenga, existen algunas técnicas de injerto diferentes a considerar. El vástago, o la rama que se agregará al tronco, debe recolectarse temprano en la temporada. Injértelo en el portainjerto cortando el vástago en ángulo y el portainjerto en el mismo ángulo, luego envuelva las dos piezas juntas, uniendo las superficies de madera cruda una contra la otra. Otra opción es cortar una forma de T en la corteza del tronco y deslizar el vástago dentro, envolviendo el tronco y el vástago juntos para sujetarlos hasta que sanen. C Alternativamente, corte una hendidura en la parte superior del talón de una rama y fuerce uno o dos vástagos hacia adentro, lo que les permitirá sanar junto con la hendidura en la rama.

    No todos los injertos tienen éxito, así que intente injertar varios vástagos alrededor del tronco principal para aumentar sus posibilidades de éxito. Esterilice sus herramientas con alcohol antes de usarlas para reducir las posibilidades de propagar enfermedades. Envuelva la herida, luego píntela con un apósito para heridas. Los horticultores de antaño usarían cera en lugar de apósitos químicos, ya que es resistente al agua y evita la entrada de gérmenes.


    Micropropagación: técnica, factores, aplicaciones y desventajas

    Las plantas pueden propagarse por medios sexuales (mediante la generación de semillas) o asexuales (mediante la multiplicación de partes vegetativas).

    La propagación clonal se refiere al proceso de reproducción asexual mediante la multiplicación de copias genéticamente idénticas de plantas individuales. El término clon se utiliza para representar una población de plantas derivada de un solo individuo por reproducción asexual.

    La reproducción asexual mediante la multiplicación de partes vegetativas es el único método para la propagación in vivo de ciertas plantas, ya que no producen semillas viables, p. Ej. plátano, uva, higo y crisantemo. La propagación clonal se ha aplicado con éxito para la propagación de manzanos, papas, tuberosas y varias plantas ornamentales.

    Ventajas de la propagación vegetativa:

    La propagación asexual (vegetativa) de las plantas tiene ciertas ventajas sobre la propagación sexual.

    I. Multiplicación más rápida: se puede producir una gran cantidad de plantas a partir de un solo individuo en un período corto.

    ii. Posible producir plantas genéticamente idénticas.

    iii. Pueden propagarse híbridos estériles de origen sexual.

    iv. Las plantas cultivadas con semillas pasan por una fase juvenil indeseable que se evita en la propagación asexual.

    v. Los bancos de genes pueden establecerse más fácilmente mediante plantas propagadas por clonación.

    Propagación clonal in vitro:

    La propagación clonal in vivo de plantas es tediosa, cara y frecuentemente infructuosa. La propagación clonal in vitro a través del cultivo de tejidos se denomina micropropagación. El uso de la técnica de cultivo de tejidos para la micropropagación fue iniciado por Morel (1960) para la propagación de orquídeas, y ahora se aplica a varias plantas. La micropropagación es una técnica útil para la multiplicación rápida de plantas.

    Técnica de micropropagación:

    La micropropagación es un proceso complicado y comprende principalmente 3 etapas (I, II y III). Algunos autores agregan dos etapas más (etapa 0 y IV) para una representación más completa de la micropropagación. Todas estas etapas se representan en la figura 47.1 y se describen brevemente a continuación.

    Este es el paso inicial en la micropropagación e implica la selección y el crecimiento de plantas madre durante unos 3 meses en condiciones controladas.

    En esta etapa se logra el inicio y establecimiento del cultivo en un medio adecuado. La selección de explantes apropiados es importante. Los explantes más utilizados son los órganos, las puntas de los brotes y las yemas axilares. El explante elegido se esteriliza en la superficie y se lava antes de su uso.

    Es en esta etapa que se produce la mayor actividad de micropropagación en un medio de cultivo definido. La etapa II implica principalmente la multiplicación de brotes o la formación rápida de embriones a partir del explante.

    Esta etapa implica la transferencia de brotes a un medio para su rápido desarrollo en brotes. A veces, los brotes se plantan directamente en el suelo para desarrollar raíces. Se prefiere el enraizamiento in vitro de los brotes mientras se manipula simultáneamente una gran cantidad de especies.

    Esta etapa implica el establecimiento de plántulas en el suelo. Esto se hace transfiriendo las plántulas de la etapa III del laboratorio al ambiente del invernadero. Para algunas especies de plantas, se omite la etapa III y los brotes de la etapa II sin raíces se plantan en macetas o en una mezcla de compost adecuada.

    Las diferentes etapas descritas anteriormente para la micropropagación son particularmente útiles para la comparación entre dos o más sistemas de plantas, además de una mejor comprensión. Sin embargo, cabe señalar que no todas las especies de plantas necesitan propagarse in vitro a través de las cinco etapas mencionadas anteriormente.

    La micropropagación implica principalmente la propagación clonal in vitro mediante dos enfoques:

    1. Multiplicación por yemas axilares / brotes apicales.

    2. Multiplicación por brotes adventicios.

    Además de los dos enfoques anteriores, los procesos de regeneración de plantas, a saber, organogénesis y embriogénesis somática, también pueden tratarse como micropropagación.

    3. Organogénesis: La formación de órganos individuales como brotes, raíces, directamente de un explante (que carece de meristema preformado) o del callo y cultivo celular inducidos del explante.

    4. Embriogénesis somática: Regeneración de embriones a partir de células, tejidos u órganos somáticos.

    1. Multiplicación por yemas axilares y brotes apicales:

    Hay meristemas en reposo o en división activa en los brotes axilares y apicales (puntas de los brotes). Las yemas axilares ubicadas en las axilas de las hojas son capaces de convertirse en brotes. En el estado in vivo, sin embargo, solo un número limitado de meristemas axilares pueden formar brotes. Mediante la multiplicación in vitro inducida en micropropagación, es posible desarrollar plantas a partir de cultivos de meristemas y puntas de brotes y de cultivos de yemas.

    Cultivos de meristemas y puntas de brotes:

    El meristema apical es una cúpula de tejido ubicada en la punta extrema de un brote. El meristemo apical junto con los primordios de las hojas jóvenes constituyen el ápice del brote. Para el desarrollo de plantas libres de enfermedades, se deben cultivar las puntas de los meristemas.

    El meristemo o la punta del brote se aísla de un tallo mediante un corte en forma de V. El tamaño (frecuentemente de 0,2 a 0,5 mm) de la punta es fundamental para el cultivo. En general, cuanto más grande sea el explante (punta del brote), mejores serán las posibilidades de supervivencia del cultivo. Para obtener buenos resultados de micropropagación, los explantes deben tomarse de las puntas de los brotes en crecimiento activo, y el momento ideal es al final del período de latencia de las plantas.

    Los medios más utilizados para el cultivo de meristemas son el medio MS y el medio White & # 8217s. En la figura 47.2 se muestra una representación esquemática del cultivo de la punta del brote (o meristemo) en micropropagación, que se describe brevemente a continuación.

    En la etapa I, se establece la cultura del meristemo. La adición de reguladores del crecimiento, a saber, citoquininas (kinetina, BA) y auxinas (NAA o IBA) apoyará el crecimiento y el desarrollo.

    En la etapa II, se produce el desarrollo de brotes junto con la proliferación de brotes axilares. Para este propósito, se requieren altos niveles de citoquininas.

    Estadio III está asociado con el enraizamiento de los brotes y un mayor crecimiento de las plántulas. La formación de raíces se ve facilitada por una baja concentración de citoquinina y alta auxina. Esto es opuesto a la formación de brotes, ya que se requiere un alto nivel de citoquininas (en la etapa II). En consecuencia, el medio de la etapa II y el medio de la etapa III deben tener una composición diferente. La temperatura óptima para el cultivo está en el rango de 20-28 ° C (para la mayoría de 24-26 ° C). Una intensidad de luz más baja es más apropiada para una buena micropropagación.

    Los brotes de la planta poseen meristemos inactivos o activos según el estado fisiológico de la planta. Se utilizan dos tipos de cultivos de yemas: cultivo de un solo nodo y cultivo de yemas axilares.

    Este es un método natural para la propagación vegetativa de plantas tanto en condiciones in vivo como in vitro. La yema que se encuentra en la axila de la hoja es comparable a la punta del tallo, por su capacidad de micropropagación. Un brote junto con un trozo de tallo se aísla y se cultiva para que se convierta en una plántula. Los cogollos cerrados se utilizan para reducir las posibilidades de infecciones.

    En la figura 47.3 se muestra una representación esquemática de la cultura de un solo nodo. En cultivo de un solo ganglio, no se agrega citoquinina.

    En este método, se aísla la punta de un brote junto con la yema axilar. Los cultivos se realizan con alta concentración de citoquininas. Como resultado de esto, la dominancia apical se detiene y se desarrollan yemas axilares. En la figura 47.4 se muestra una representación esquemática del cultivo de yemas axilares para una planta en roseta y una planta alargada.

    Para un buen cultivo de yemas axilares, la relación citoquinina / auxina es de alrededor de 10: 1. Sin embargo, esto es variable y depende de la naturaleza de la especie vegetal y de la etapa de desarrollo del explante utilizado. En general, los explantes juveniles requieren menos citoquinina en comparación con los explantes adultos. A veces, la presencia de meristemo apical puede interferir con el desarrollo de los brotes axilares. En tal caso, debe eliminarse.

    2. Multiplicación por brotes adventicios:

    Las estructuras del tallo y las hojas que se forman naturalmente en los tejidos vegetales ubicados en sitios distintos de las regiones normales de la axila de las hojas se consideran brotes adventicios. Hay muchos brotes adventicios que incluyen tallos, bulbos, tubérculos y rizomas. Los brotes adventicios son útiles para la propagación clonal in vivo e in vitro. Las regiones meristemáticas de los brotes adventicios se pueden inducir en un medio adecuado para regenerar las plantas.

    3. Organogénesis:

    La organogénesis es el proceso de morfogénesis que implica la formación de órganos vegetales, es decir, brotes, raíces, flores, brotes de explantes o tejidos vegetales cultivados. Es de dos tipos: organogénesis directa y organogénesis indirecta.

    Organogénesis directa:

    Los tejidos de hojas, tallos, raíces e inflorescencias se pueden cultivar directamente para producir órganos vegetales. En la organogénesis directa, el tejido sufre morfogénesis sin pasar por una etapa de callo o cultivo celular en suspensión. El término formación directa de órganos adventicios también se utiliza para la organogénesis directa.

    La inducción de la formación de brotes adventicios directamente en raíces, hojas y otros órganos de plantas intactas es un método ampliamente utilizado para la propagación de plantas. Este enfoque es particularmente útil para especies herbáceas. Para una organogénesis apropiada en el sistema de cultivo, se requiere la adición exógena de reguladores del crecimiento: auxina y citoquinina. La concentración de la sustancia promotora del crecimiento depende de la edad y la naturaleza del explante, además de las condiciones de crecimiento.

    Organogénesis indirecta:

    Cuando la organogénesis se produce a través de la formación de callo o cultivo de células en suspensión, se considera organogénesis indirecta (Fig. 47.5 B y C). El crecimiento de callos se puede establecer a partir de muchos explantes (hojas, raíces, cotiledones, tallos, pétalos de flores, etc.) para la organogénesis posterior.

    Los explantes para una buena organogénesis deben ser tejidos inmaduros mitóticamente activos. En general, cuanto más grande sea el explante, mayores serán las posibilidades de obtener cultivos viables en suspensión de callos / células. Es ventajoso seleccionar tejidos meristemáticos (punta del brote, hoja y pecíolo) para una organogénesis indirecta eficaz. Esto se debe a que su tasa de crecimiento y supervivencia son mucho mejores.

    Para la organogénesis indirecta, los cultivos se pueden hacer crecer en medio líquido o medio sólido. En la organogénesis se pueden utilizar muchos medios de cultivo (MS, B5 White & # 8217s, etc.). La concentración de reguladores del crecimiento en el medio es fundamental para la organogénesis.

    Variando las concentraciones de auxinas y citoquininas, se puede manipular la organogénesis in vitro:

    I. Una concentración baja de auxina y citoquinina inducirá la formación de callos.

    ii. Una concentración baja de auxinas y una alta citoquinina promoverá la organogénesis de los brotes del callo.

    iii. Una concentración alta de auxina y baja citoquinina inducirá la formación de raíces.

    4. Embriogénesis somática:

    El proceso de regeneración de embriones a partir de células, tejidos u órganos somáticos se considera embriogénesis somática (o asexual). La embriogénesis somática puede resultar en embriones no cigóticos o embriones somáticos (formados directamente a partir de órganos somáticos), embriones parthogenéticos (formados a partir de óvulos no fertilizados) y embriones androgénicos (formados a partir de gametofitos masculinos).

    En un uso general, cuando se usa el término embrión somático, implica que se forma a partir de tejidos somáticos en condiciones in vitro. Los embriones somáticos son estructuralmente similares a los embriones cigóticos (formados sexualmente) y pueden escindirse de los tejidos parentales e inducir la germinación en medios de cultivo de tejidos.

    El desarrollo de embriones somáticos se puede realizar en cultivos de plantas utilizando células somáticas, particularmente epidermis, células parenquimatosas de pecíolos o floema de la raíz secundaria. Los embriones somáticos surgen de células individuales ubicadas dentro de los grupos de células meristemáticas en el callo o suspensión celular. Primero se forma un proembrión que luego se convierte en un embrión y finalmente en una planta.

    Se conocen dos rutas de embriogénesis somática: directa e indirecta (fig. 47.6).

    Embriogénesis somática directa:

    Cuando los embriones somáticos se desarrollan directamente en la planta extirpada (explante) sin sufrir la formación de callo, se denomina embriogénesis somática directa (figura 47.6A). Esto es posible debido a la presencia de células determinadas preembrionarias (PEDQ que se encuentran en ciertos tejidos de plantas. El rasgo característico de la embriogénesis somática directa es evitar la posibilidad de introducir variaciones somaclonales en las plantas propagadas).

    Embriogénesis somática indirecta:

    En la embriogénesis indirecta, las células del explante (tejidos de plantas extirpados) se hacen proliferar y formar callos, a partir de los cuales se pueden producir cultivos en suspensión celular. Ciertas células denominadas células determinadas por embrión inducidas (IEDC) de la suspensión celular pueden formar embriones somáticos. La embriogénesis es posible gracias a la presencia de reguladores del crecimiento (en concentración adecuada) y en condiciones ambientales adecuadas.

    La embriogénesis somática (directa o indirecta) se puede llevar a cabo en una amplia gama de medios (por ejemplo, MS, White & # 8217s). La adición del aminoácido L-glutamina promueve la embriogénesis. La presencia de auxinas como el ácido 2, 4-diclorofenoxi acético es esencial para la iniciación del embrión. En un medio con bajo contenido de auxinas o sin auxinas, los grupos embrionarios se convierten en embriones maduros.

    La embriogénesis somática indirecta es comercialmente muy atractiva ya que se puede generar una gran cantidad de embriones en un pequeño volumen de medio de cultivo. Los embriones somáticos así formados son sincrónicos y con buena capacidad de regeneración.

    Semillas artificiales de embriones somáticos:

    Pueden obtenerse semillas artificiales encapsulando embriones somáticos. Los embriones, recubiertos con alginato de sodio y una solución nutritiva, se sumergen en una solución de cloruro de calcio. Los iones de calcio inducen una rápida reticulación del alginato de sodio para producir pequeñas perlas de gel, cada una de las cuales contiene un embrión encapsulado. Estas semillas artificiales (embriones encapsulados) se pueden mantener en un estado viable hasta que se plantan.

    Factores que afectan la micropropagación:

    Para una propagación clonal in vitro satisfactoria (micropropagación), se necesita la optimización de varios factores.

    Algunos de estos factores se describen brevemente:

    1. Genotipo de la planta:

    La selección del genotipo correcto de la especie vegetal (mediante cribado) es necesaria para mejorar la micropropagación. En general, las plantas con vigorosa capacidad de germinación y ramificación son más adecuadas para la micropropagación.

    2. Estado fisiológico de los explantes:

    Los explantes (materiales vegetales) de partes de plantas producidas más recientemente son más efectivos que los de regiones más antiguas. Un buen conocimiento de las plantas donantes y el proceso de propagación natural # 8217 con especial referencia a la etapa de crecimiento y la influencia estacional será útil para seleccionar explantes.

    Los medios de cultivo de tejidos vegetales estándar son adecuados para la micropropagación durante la etapa I y la etapa II. Sin embargo, para la etapa III, se requieren ciertas modificaciones. Se requiere la adición de reguladores del crecimiento (auxinas y citoquininas) y alteraciones en la composición mineral. Esto depende en gran medida del tipo de cultivo (meristemo, yema, etc.).

    4. Entorno cultural:

    El pigmento fotosintético en los tejidos cultivados absorbe la luz y por lo tanto influye en la micropropagación. También se sabe que la calidad de la luz influye en el crecimiento in vitro de los brotes, por ejemplo, la formación de brotes inducida por la luz azul en los brotes de tabaco. Las variaciones en la iluminación diurna también influyen en la micropropagación. En general, una iluminación de 16 horas de día y 8 horas de noche es satisfactoria para la proliferación de brotes.

    La mayoría del cultivo para la micropropagación requiere una temperatura óptima de alrededor de 25 ° C. Sin embargo, existen algunas excepciones, p. Ej. El tejido híbrido Begonia X Cheimantha crece a baja temperatura (alrededor de 18 ° C).

    Composición de la fase gaseosa:

    La constitución de la fase gaseosa en los recipientes de cultivo también influye en la micropropagación. El crecimiento desorganizado de las células generalmente es promovido por etileno, O2, CO2 etanol y acetaldehído.

    Factores que afectan en Enraizamiento Vitro:

    Más arriba se ofrece una descripción general de los factores que afectan la micropropagación, particularmente en relación con la multiplicación de brotes. Para un enraizamiento in vitro eficaz durante la micropropagación, es ventajosa una baja concentración de sales (reducción de la mitad a una cuarta parte del original). La inducción de raíces también se ve favorecida por la presencia de auxina adecuada (NAA o IBA).

    Aplicaciones de la micropropagación:

    La micropropagación se ha convertido en una alternativa adecuada a los métodos convencionales de propagación vegetativa de plantas. Hay varias ventajas de la micropropagación.

    Alta tasa de propagación de plantas:

    A través de la micropropagación, se puede cultivar una gran cantidad de plantas a partir de un trozo de tejido vegetal en un período corto. Otra ventaja es que la micropropagación se puede realizar durante todo el año, independientemente de las variaciones estacionales. Además, para muchas plantas que son altamente resistentes a la propagación convencional, la micropropagación es la alternativa adecuada. Los propágulos de pequeño tamaño obtenidos en la micropropagación pueden almacenarse fácilmente durante muchos años (almacenamiento de germoplasma) y transportarse a través de fronteras internacionales.

    Producción de plantas libres de enfermedades:

    Es posible producir plantas libres de enfermedades a través de la micropropagación. Los cultivos de punta de meristemo se emplean generalmente para desarrollar plantas libres de patógenos. De hecho, la micropropagación se utiliza con éxito para la producción de plantas libres de virus de batata (Ipomea batatus), mandioca (Manihot esculenta) y ñame (Discorea rotundata).

    Producción de semillas en algunos cultivos:

    La micropropagación, mediante el método de proliferación de yemas axilares, es adecuada para la producción de semillas en algunas plantas. Esto es necesario en ciertas plantas donde la limitación para la producción de semillas & # 8217 es un alto grado de conservación genética, p. Ej. coliflor, cebolla.

    Proceso rentable:

    La micropropagación requiere un espacio de cultivo mínimo. Por lo tanto, se pueden mantener millones de especies de plantas dentro de viales de cultivo en una pequeña habitación en un vivero. El costo de producción es relativamente bajo, particularmente en los países en desarrollo (como la India) donde la mano de obra y los cargos laborales son bajos.

    Micropropagación automatizada:

    Ahora es posible automatizar la micropropagación en varias etapas. De hecho, se han creado biorreactores para la multiplicación a gran escala de brotes y bulbos. Algunos trabajadores emplean robots (en lugar de trabajadores) para la micropropagación, lo que reduce aún más el costo de producción de las plantas.

    Desventajas de la micropropagación:

    Contaminación de Culturas:

    Durante el curso de la micropropagación, varios microorganismos de crecimiento lento (por ejemplo, Eswinia sp, Bacillus sp) contaminan y crecen en cultivos. La infección microbiana se puede controlar mediante la adición de antibióticos o fungicidas. Sin embargo, esto influirá negativamente en la propagación de las plantas.

    Elaboración de medio:

    La micropropagación de ciertas plantas (por ejemplo, plantas perennes leñosas) a menudo se asocia con la acumulación de sustancias inhibidoras del crecimiento en el medio. Químicamente, estas sustancias son compuestos fenólicos, que pueden convertir el medio en un color oscuro. Los compuestos fenólicos son tóxicos y pueden inhibir el crecimiento de los tejidos. La preparación del medio se puede prevenir mediante la adición de ácido ascórbico o ácido cítrico o polivinilpirrolidona al medio.

    Variabilidad genética:

    Cuando la micropropagación se lleva a cabo a través de cultivos de puntas de brotes, la variabilidad genética es muy baja. Sin embargo, el uso de brotes adventicios a menudo se asocia con una variabilidad genética pronunciada.

    Vitrificación:

    Durante el curso de la multiplicación repetida de brotes in vitro, los cultivos exhiben hojas empapadas en agua o casi translúcidas. Tales brotes no pueden crecer e incluso pueden morir. Este fenómeno se conoce como vitrificación. La vitrificación se puede prevenir aumentando la concentración de agar (de 0,6 a 1%) en el medio. Sin embargo, el aumento de la concentración de agar reduce la tasa de crecimiento de los tejidos.

    Factor de costo:

    Para algunas técnicas de micropropagación, se necesitan equipos costosos, instalaciones sofisticadas y mano de obra capacitada. Esto limita su uso.

    Producción de plantas libres de enfermedades:

    Muchas especies de plantas están infectadas con patógenos: virus, bacterias, hongos, micoplasmas y nematodos que causan enfermedades sistémicas. Aunque estas enfermedades no siempre provocan la muerte de las plantas, reducen la calidad y el rendimiento de las plantas. Las plantas infectadas con bacterias y hongos responden frecuentemente al tratamiento químico con bactericidas y fungicidas.

    Sin embargo, es muy difícil curar las plantas infectadas por virus. Además, las enfermedades virales se transfieren fácilmente en especies de plantas propagadas por semillas y también en especies de plantas propagadas vegetativamente. Los fitomejoradores siempre están interesados ​​en desarrollar plantas libres de enfermedades, particularmente plantas libres de enfermedades virales. Esto se ha hecho realidad a través de cultivos de tejidos.

    Meristemas apicales con baja concentración de virus:

    En general, los meristemas apicales de las plantas infectadas por el patógeno y portadoras de enfermedades son libres o portan una baja concentración de virus, por las siguientes razones:

    I. Ausencia de tejido vascular en los meristemos a través del cual los virus se mueven fácilmente en el cuerpo de la planta.

    ii. Las células meristemáticas que se dividen rápidamente con alta actividad metabólica no permiten que los virus se multipliquen.

    iii. La replicación del virus es inhibida por una alta concentración de auxina endógena en los ápices de los brotes. Las técnicas de cultivo de tejidos que emplean puntas de meristemo se utilizan con éxito para la producción de plantas libres de enfermedades causadas por varios patógenos: virus, bacterias, hongos, micoplasmas.

    Métodos para eliminar virus en plantas:

    En general, las plantas están infectadas con muchos virus, la naturaleza de algunos de ellos puede ser desconocida. El uso de una planta libre de virus implica que la planta dada está libre de todos los virus, aunque esto puede no ser siempre cierto. Los métodos comúnmente utilizados para la eliminación de virus en plantas se enumeran a continuación y se describen brevemente a continuación.

    I. Tratamiento térmico de planta

    iii. Tratamiento químico de medios

    iv. Otros métodos in vitro

    Tratamiento térmico (termoterapia) de plantas:

    En los primeros días, antes del advenimiento de los cultivos de meristemas, la erradicación in vivo de virus de las plantas se logró mediante el tratamiento térmico de plantas enteras. El principio subyacente es que muchos virus en los tejidos vegetales se inactivan parcial o completamente a temperaturas más altas con un daño mínimo a la planta huésped. La termoterapia (a temperaturas de 35-40 ° C) se llevó a cabo utilizando agua caliente o aire caliente para eliminar los virus de los brotes y yemas en crecimiento.

    Hay dos limitaciones de la eliminación viral por tratamiento térmico:

    1. La mayoría de los virus no son sensibles al tratamiento térmico.

    2. Muchas especies de plantas no sobreviven después de la termoterapia.

    Con las desventajas anteriores, el tratamiento térmico no se ha vuelto popular para la eliminación de virus.

    Cultura de punta de meristemo:

    Se ha descrito una descripción general de la metodología adoptada para los cultivos de meristemas y puntas de brotes (véase la figura 47.2). Para la eliminación viral, el tamaño del meristemo utilizado en los cultivos es muy crítico. Esto se debe al hecho de que la mayoría de los virus existen al establecer un gradiente en los tejidos vegetales.

    En general, la regeneración de plantas libres de virus a través de cultivos es inversamente proporcional al tamaño del meristemo utilizado. El explante de punta de meristemo utilizado para cultivos de eliminación viral es demasiado pequeño. Por lo general, se emplea un microscopio estereoscópico para este propósito.

    Los cultivos de punta de meristemo están influenciados por los siguientes factores:

    I. Condición fisiológica del explante: los brotes en crecimiento activo son más efectivos.

    ii. Termoterapia antes del cultivo de la punta de meristemo: para ciertas plantas (que poseen virus en las regiones meristemáticas), primero se administra un tratamiento térmico y luego las puntas de meristemo se aíslan y cultivan.

    iii. Medio de cultivo: el medio MS con bajas concentraciones de auxinas y citoquininas es ideal.

    En el cuadro 47.1 se ofrece una lista seleccionada de las plantas de las que se han eliminado virus mediante cultivos de meristemas.

    Tratamiento químico de medios:

    Algunos trabajadores han intentado erradicar los virus de las plantas infectadas mediante el tratamiento químico de los medios de cultivo de tejidos. Los productos químicos comúnmente utilizados son sustancias de crecimiento (por ejemplo, citoquininas) y antimetabolitos (por ejemplo, tiouracilo, ácido acetilsalicílico).

    Sin embargo, existen informes contradictorios sobre la eliminación de virus mediante el tratamiento químico de los medios. Por ejemplo, la adición de citoquinina suprimió la multiplicación de ciertos virus, mientras que para otros virus, en realidad estimuló.

    Otro Métodos in vitro:

    Además del cultivo en punta de meristemo, también se utilizan otros métodos in vitro para cultivar plantas libres de virus. En este sentido, los cultivos de callos han tenido éxito hasta cierto punto. El callo derivado del tejido infectado no transporta los patógenos a través de las células. De hecho, la distribución desigual del virus del mosaico del tabaco en las hojas de tabaco se aprovechó para desarrollar plantas de tabaco libres de virus. La hibridación de células somáticas, la transformación de genes y las variaciones somaclonales también son útiles para producir plantas libres de enfermedades.

    Eliminación de patógenos distintos de los virus:

    Además de la eliminación de virus, los cultivos de punta de meristemo y los cultivos de callos también son útiles para la erradicación de bacterias, hongos y micoplasmas. Se dan algunos ejemplos

    I. El hongo Fusarium roseum se ha eliminado con éxito mediante cultivos de meristemas de plantas de clavel.

    ii. Ciertas bacterias (Pseudomonas carophylli, Pectobacterium parthenii) se erradican de las plantas de clavel mediante el uso de cultivos de meristemas.

    Méritos y desventajas de la producción vegetal libre de enfermedades:

    Entre las técnicas de cultivo, el cultivo con punta de meristemo es el método más confiable para la eliminación de virus y otros patógenos. Sin embargo, esto requiere un buen conocimiento de la patología vegetal y el cultivo de tejidos.

    Las plantas libres de virus exhiben un mayor crecimiento y vigor de las plantas, mayor rendimiento (por ejemplo, papa), mayor tamaño de flor (por ejemplo, crisantemo) y mejor enraizamiento de esquejes de tallo (por ejemplo, Pelargonium)

    Las plantas libres de virus son más susceptibles al mismo virus cuando se exponen nuevamente. Ésta es la principal limitación. La reinfección de plantas libres de enfermedades se puede minimizar con un buen conocimiento del mantenimiento del invernadero.


    Cultivo de tejidos: definición, historia e importancia

    El cultivo de tejidos es el método de & # 8216 in vitro & # 8217 cultivo de células vegetales o animales, tejidos u órganos & # 8211 en un medio nutritivo en condiciones asépticas, generalmente en un recipiente de vidrio. El cultivo de tejidos a veces se denomina & # 8216 cultivo estéril & # 8217 o & # 8216 in vitro & # 8217. Mediante esta técnica, las células vivas pueden mantenerse fuera del cuerpo del organismo durante un período considerable.

    Según Street (& # 821777), el cultivo de tejidos se refiere a cualquier cultivo multicelular con continuidad protoplásmica entre células y que crece en un medio sólido o adherido a un sustrato y nutrido por un medio líquido.

    Mediante el cultivo de tejidos vegetales, se pueden cultivar nuevas plantas en un medio artificial a partir de partes muy pequeñas de las plantas, como la punta del brote, la punta de la raíz, el callo, la semilla, el embrión, el grano de polen, el óvulo o incluso una sola célula, ya sea que se desarrolle el tejido cultivado. en una planta o crece desorganizada depende del potencial genético del tejido y del entorno químico y físico.

    Según las partes utilizadas para el cultivo, el cultivo aséptico de plantas puede ser de los siguientes tipos:

    (a) Si se cultiva una plántula, se llama cultivo de plantas.

    (b) Cuando se cultiva un embrión, se conoce como cultivo de embriones.

    (c) Si se cultivan órganos de plantas, como puntas de brotes, puntas de raíces, primordios de hojas, primordios de flores o frutos inmaduros, se denomina cultivo de órganos.

    (d) El cultivo de tejidos no organizados a partir de proliferaciones celulares de segmentos de órganos vegetales se denomina cultivo de callos. Las proliferaciones celulares se forman en el explante debido a la lesión causada por la escisión.

    (e) Cuando se cultiva una sola célula o un agregado de células pequeñas en estado disperso, se denomina cultivo en suspensión celular. También se conoce como cultivo celular.

    El cultivo de una sola célula a veces se denomina clonación de una sola célula. La porción de la planta para iniciar el cultivo se llama explante. El cultivo derivado de un solo explante se denomina clon. Con el fin de mantener una cultura durante un período comparativamente más largo, la cultura me & shydium se cambia de vez en cuando.

    Este proceso eliminará las sustancias excretoras nocivas que se hayan acumulado debido al metabolismo. Al transferir un fragmento del cultivo original a un nuevo medio, se realiza el subcultivo. Tal fragmento se llama inóculo.

    Historia del cultivo de tejidos:

    En 1832, Theodor Schwann dijo que las células podrían cultivarse fuera del cuerpo del organismo si se les proporcionaran las condiciones externas adecuadas. En 1835, Wilhelm Roux cultivó células embrionarias de pollo en solución salina. Reichinger (1839) dijo que los fragmentos de más de 1,5 mm eran capaces de crecer, pero los fragmentos por debajo de este límite no crecían. No usó ningún nutriente en su experimento.

    Arnold (1885) y Jolly (1903) observaron crecimiento y división celular de células leucocitarias de salamandra en cultivo. En 1907, el zoólogo estadounidense Ross Granville Harrison cultivó con éxito células nerviosas de rana en linfa solidificada. Harrison es conocido como el padre del cultivo de tejidos.

    M.J. Burrows (1910) cultivó tejido embrionario de pollo en plasma. Alexis Carrel primero cultivó células de mamíferos. Mediante el subcultivo repetido, pudo cultivar el tejido durante 34 años. El cultivo de órganos fue realizado por primera vez por D.H. Fell (1929) en Inglaterra. Usó plasma solidificado y extracto embrionario como medio nutritivo.

    Historia del cultivo de tejidos vegetales:

    El botánico alemán Gottlieb Haberlandt intentó por primera vez cultivar tejidos vegetales & # 8216 in vitro & # 8217. Comenzó su trabajo en 1898. Utilizó células de tejidos en empalizada de hojas, células de médula, epidermis y pelos epidérmicos de varias plantas para cultivo en medios que contenían solución Knop & # 8217s, aspergina, peptona y sacarosa.

    Las células cultivadas sobrevivieron durante varios meses, pero las células no proliferaron.

    Esto puede deberse a:

    (a) Uso de medios muy simples,

    (b) Cultivo de células altamente diferenciadas y

    (c) No se utilizaron técnicas asépticas.

    En experimentos similares realizados por algunos trabajadores posteriores, las células permanecieron vivas durante un largo período, pero no pudieron dividirse.

    El cultivo de tejido meristemático se inició a principios del siglo XX. Robbin cultivó por primera vez las puntas de las raíces aisladas en 1922. Trabajando de forma independiente, Kotte (& # 821722) también hizo observaciones similares. Robbin y Maneval (& # 821723) cultivaron raíces y mantuvieron el cultivo durante 20 semanas mediante subcultivo.

    En 1934, White cultivó por primera vez con éxito raíces de tomate aisladas en un medio que contenía sacarosa, sales de hierro inorgánico, tiamina, glicina, piridoxina y ácido nicotínico, etc. Gautheret (& # 821734) observó que el cultivo de cambium de Salix capraea, Populus nigra, etc. continuaba creciendo durante unos meses en condiciones asépticas. Más tarde (& # 821737 & # 821738) usó medio suplementado con vitaminas B e IAA.

    En 1937, White reconoció la importancia de las vitaminas B para el crecimiento de cultivos de raíces. Went y Thimann (& # 821737) descubrieron la importancia de la auxina (IAA). Nobecourt (& # 821737, & # 821738) obtuvo cierto crecimiento en el cultivo de explantes de raíz de zanahoria. También señaló la diferenciación de raíces en el cultivo de tejidos. En 1938 se cultivaron con éxito tejidos tumorales de híbridos de tabaco.

    En 1939, trabajando de forma independiente, tres científicos, White en EE. UU. Y Nobecourt y Gautheret en Francia, cultivaron con éxito tejido de callos de plantas en medio sintético de forma continua. Gautheret (& # 821739) dijo que el cultivo de zanahoria requería una solución Knop & # 8217s complementada con una mezcla de sal Bertholots & # 8217, glucosa, gelatina, cisteína HC1 e IAA.

    White (& # 821739a) en cultivo de tejido procambial de tallo joven del híbrido Nicotiana glauca × N. langsdorfii notó un crecimiento ilimitado e indiferenciado. Demostró que este tejido podía subcultivarse repetidamente. White (& # 821739b) registró el desarrollo de brotes de hojas en cultivo de tejidos del híbrido N. glauca × N.langsdorfii en medio nutritivo.

    Posteriormente se cultivaron tejidos de diversas plantas. Se señaló que las culturas más antiguas muestran un grado creciente de organización. También se reconoció el papel de las vitaminas en el crecimiento de las plantas. Wetmore y Wardlaw (& # 821751) cultivaron con éxito puntas de brotes de pteridofitas (Selaginella, Equisetum y helechos).

    Ball (& # 821755) cultivó tejidos de Sequoia semipervirens. Tulecke (& # 821759) cultivó pólenes de Taxus y Ginkgo biloba. Harvey y Grasham (& # 821769) cultivaron con éxito tejidos de coníferas.

    De los estudios de cultivo de tejidos se puede obtener información importante sobre la relación raíz-brote. Varios científicos informaron sobre los factores que controlan la diferenciación del tejido vascular a partir de estudios de cultivo de tejidos.

    Van Oberbeck (& ​​# 821741) cultivó embriones de Datura en un medio suplementado con leche de coco. Se reconoció la importancia de la leche de coco y 2-4D como nutriente. La propiedad estimulante de la leche de coco se debe a la presencia de zeatina.

    Se descubrió que el potente factor de división celular era la kinetina, que es una furfurilaminopurina. La citoquinina es un compuesto de amino purina sustituido en 6, que puede estimular la división celular en el cultivo de tejidos vegetales. Los tejidos de monocotiledóneas se cultivaron con éxito en un medio que contenía leche de coco.

    El cultivo de callos de Tagetus erecta y Nicotiana tabacum en medio de cultivo líquido cuando se agitó en un agitador produjo una suspensión de células individuales o agregados celulares (Muir & # 821753). Tal suspensión celular podría subcultivarse.

    Muir, Hildebrandt y Riker (& # 821754), Street, Shigomura (& # 821757), Torrey y Reinert (& # 821761), Reinert y Markel (& # 821762) llevaron a cabo estudios sobre el cultivo en suspensión celular. Muir (& # 821753) desarrolló una técnica de enfermera de balsa de papel para el cultivo de células individuales.

    En este método, las células individuales aisladas se colocaron en un papel de filtro cuadrado, sobre un tejido nodriza activo, que suministra los nutrientes necesarios a la célula individual en crecimiento. En otro método, las células se suspendieron en una gota colgante en una microcámara.

    Bergman (& # 821760) trabajando con cultivos en suspensión de Nicotiana tabacum var. sansum y Phaseolus vulgaris var. "Varilla de oro temprana & # 8217 desarrolló una técnica de placa de agar de clonación unicelular. En este método, la fracción de células individuales se separó por filtración, se mezcló con agar tibio y luego se sembró en una capa fina de petridish.

    Melchers y Bergmann (& # 821759) observaron que después de varios cultivos del brote haploide de Antirrhinum majus hubo un aumento de la ploidía. Ball (& # 821746) señaló la posibilidad de regeneración de toda la planta en cultivo de punta de brote de plantas angiospérmicas. Wetmore y Wardlaw (& # 821751), Morel (& # 821760) obtuvieron plantas enteras a partir del cultivo de ápices de brotes que tenían 1 o 2 primordios de hojas. Morel (& # 821764) utilizó este método para el cultivo de orquídeas.

    Una célula que puede convertirse en un organismo completo mediante la regeneración se denomina célula tipotente. Este término fue acuñado por Morgan en 1901. Según White (& # 821754) si todas las células de un organismo multicelular son totipotentes, dichas células en condición aislada recuperan su poder de división y pueden producir plantas enteras. En un organismo esta capacidad permanece suprimida.

    Se observó que las células individuales son capaces de producir nuevas plantas. A partir de polen y cultivo de anteras se obtuvieron embriones haploides. Nitsch (& # 821774, & # 821777) desarrolló un método de cultivo de microesporas de Nicotiana y Datura. Pudo duplicar el número de cromosomas y obtuvo plantas diploides homocigotas.

    A partir del cultivo de anteras de tabaco Bourgin y Nitsch (& # 821767), Nakata y Tanaka (& # 821768) obtuvieron tejidos haploides y embrioides haploides.

    Cocking (& # 821760) registró la liberación de protoplastos de las células de la punta de la raíz mediante el uso de celulasa fúngica en sacarosa 0,6M. Pudo cultivar protoplastos aislados, que regeneran nuevas paredes celulares y producen colonias celulares y finalmente plántulas.

    En muchos cultivos de plantas en suspensión se han liberado con éxito protoplastos celulares. La técnica de cultivo de tejidos vegetales se utiliza para el estudio de la fisiología tumoral.

    White y Brown (& # 821742) pudieron cultivar un tumor de agalla de la corona libre de bacterias. En Scorzonera hispanica Gautheret (& # 821746) observó que el cultivo de callos que inicialmente requirió auxina, produjo algunas proliferaciones que pueden crecer en medio deficiente en auxina.

    Estos cambios heredados que se producen en los requisitos nutricionales (especialmente los relacionados con la auxina) de las células de un cultivo se denominan habituación. Un cultivo habituado a la auxina no requiere el suministro de auxina exógena (Butcher & # 821777). Butcher señaló (& # 821777) que cuando los tejidos habitados a auxinas y citoquininas se injertan en una planta sana, se producen tumores.

    Pueden obtenerse plantas libres de patógenos cultivando meristemo apical & # 8217.

    A finales de los años 70 y # 8217 era evidente que la técnica de cultivo de tejidos vegetales se puede utilizar con éxito en varios campos de la agricultura, como la producción de cultivos libres de patógenos, la pro yducción de productos secundarios, la propagación clonal, el cultivo de mutantes, la reproducción de haploides y la ingeniería genética.

    Mediante cultivo de tejidos, se han producido cultivos libres de patógenos. Esta técnica es importante para las investigaciones fitopatológicas. Los protoplastos en cultivo se utilizan para estudios bioquímicos y de infección por virus.

    A partir del cultivo en suspensión, se pueden sintetizar productos secundarios en gran cantidad. Algunas de estas sustancias son enzimas, vitaminas, aromas alimentarios, edulcorantes, alcaloides anti-tu & shymour e insecticidas. En Japón, el cultivo & # 8216in vitro & # 8217 se ha logrado a nivel industrial.

    La propagación clonal de orquídeas y varias otras plantas ornamentales y económicas se ha logrado mediante cultivo & # 8216 in vitro & # 8217. En la papa, la propagación clonal se ha logrado mediante el cultivo de protoplastos de células foliares. Mediante el uso de mutágenos en cultivo seguido de selección, se han regenerado plantas mutantes resistentes a enfermedades o resistentes al estrés.

    Mediante la cría haploide se produjeron pocos cultivadores. Se han producido híbridos de especies relacionadas pero sexualmente incompatibles mediante la fusión de protoplastos. Mediante esta técnica se ha producido un híbrido entre patata y tomate. Mediante la fusión celular de células aisladas de dos especies diferentes se producen plantas de tabaco híbridas.

    El período de latencia de las semillas se puede acortar escindiendo las semillas y cultivando su embrión en un medio artificial (cultivo de embriones). El embrión abortivo se puede cultivar con éxito mediante cultivo de embriones.

    Los genes extraños con caracteres deseables unidos a un plásmido pueden insertarse en el protoplasto desnudo normalmente por medio de liposomas. La expresión del gen introducido en la planta madura aún es dudosa.

    Importancia del cultivo de tejidos:

    El cultivo de tejidos tiene gran importancia en los estudios de morfogénesis, fisio y timología vegetal, bioquímica, patología, embriología, citología, etc. A partir de los estudios de cultivo de tejidos es posible saber que las células simples se diferencian y se especializan para realizar funciones especiales. Se pueden observar varios cambios que tienen lugar en una célula a partir del cultivo clonal.

    La interrelación entre dos células se puede estudiar en cultivo de tejidos. Con la ayuda de la cine-fotomicrografía de contraste de fase, es posible una comprensión muy clara de la mitosis y la meiosis en el cultivo de tejidos. Haberlandt señaló la importancia del cultivo de tejidos en el estudio de la morfogénesis de las plantas. La relación entre crecimiento y diferenciación puede entenderse bien a partir de dicha cultura.

    En las plantas que se propagan vegetativamente, muchas plántulas se forman muy rápidamente a partir del cultivo de callos o del cultivo de explantes. Las orquídeas, que normalmente se propagan muy lentamente, pueden formar muchas plántulas muy rápidamente en el cultivo de la punta de los brotes. Esto también se observa en car & shynation.

    Mediante el método de cultivo de tejidos se pueden obtener nuevas variantes de plantas aislando genes y células tímidamente únicas. A partir de cultivos de callos de tabaco, zanahoria, espárragos, etc. se forman nuevas plantas. Tales plantas muestran variabilidad genética.

    A partir de estudios de células mutantes, se puede comprender mejor el proceso bioquímico y de desarrollo de un organismo. En el cultivo de tejidos, la mutación se puede inducir fácilmente y a partir de tales células mutantes se pueden producir plantas mutantes.

    En el tabaco, arroz, etc. a partir de cultivos de anteras se producen plántulas haploides. Duplicando el cromosoma, las plantas homocigotas se obtienen con mayor rapidez. Por tanto, este proceso tiene una importancia inmensa en el fitomejoramiento.

    La técnica de cultivo de tejidos se ha utilizado con éxito en la investigación nutricional. Los efectos de diversas sales minerales, vitaminas, etc. sobre el crecimiento pueden estudiarse en cultivo. Se puede obtener mucha información importante sobre el metabolismo de la glucosa, el metabolismo del nitrógeno y la producción de hormonas a partir del cultivo & # 8216 in vitro & # 8217.

    El cultivo en suspensión en condiciones controladas puede usarse para resolver muchos problemas fisiológicos o bioquímicos y también proporciona un sistema para la producción de productos vegetales importantes, tales como alcaloides vegetales.

    A partir del cultivo de células y órganos en condiciones ambientales controladas se pueden estudiar los procesos nutricionales y metabólicos. Algunas células mutantes no pueden crecer en un medio que no contenga un nutriente especial. A partir de estos pasos bioquímicos de un proceso se pueden determinar.

    El cultivo de tejidos tiene una gran importancia en los estudios patológicos. El efecto de diversos medicamentos sobre las células infectadas por patógenos se puede estudiar en cultivo de tejidos.

    El cultivo de células de maíz de plantas susceptibles a la raza T de Helminthosporium maydis se trató con patotoxina del hongo. Los científicos pudieron obtener células resistentes a este hongo. A partir de estas células también se produjeron plantas resistentes.

    La técnica de cultivo de tejidos se emplea en los estudios de enfermedades de tumores de plantas y la relación del parásito del huésped. Las plantas libres de enfermedades pueden producirse mediante cultivo de tejidos te & shychnique. El cultivo de tejidos tiene gran importancia en la producción de vacunas. En 1949 se produjo la vacuna contra la poliomielitis después de observar que el virus de la poliomielitis puede atacar las células humanas. Las vacunas posteriores contra las paperas, los meseales y la influenza han sido promovidas y reducidas.

    El proceso de ataque de virus, el efecto del virus en las células Post y cómo se producen nuevos virus, etc., se han estudiado en cultivo de tejidos. Se ha estudiado el comportamiento de sustancias que pueden prevenir el ataque de virus en células infectadas por virus.

    En cultivo de tejidos se puede estudiar el comportamiento de las células normales y cancerosas. Se ha observado que algunos virus y sustancias químicas cancerígenas pueden producir cáncer. Se ha estudiado el efecto de la radiación y las sustancias químicas sobre las células normales y cancerosas. A partir de estos estudios, es posible saber qué sustancias químicas pueden destruir las células cancerosas.

    De los estudios de cultivo de tejidos se ha obtenido información sobre algunas enfermedades hereditarias del hombre. Los portadores de algunas enfermedades también pueden identificarse mediante la técnica de cultivo de tejidos. A partir del cultivo de leucocitos se ha descubierto la causa del mongolismo en el hombre. A partir de dicho cultivo, se ha identificado un cromosoma Filadelfia anormal. Este cromosoma tiene alguna relación con la leucoma granulocítica crónica.

    Cuando el trasplante de tejido se realiza de una persona a otra, a veces hay rechazo de tejido. Por lo tanto, es necesario hacer coincidir el tejido del donante y el del receptor antes del trasplante real. Esto se puede hacer cultivando los leucocitos mixtos del donante y el receptor.

    Por lo general, las especies relacionadas lejanamente no se hibridan. Esta dificultad puede omitirse mediante la técnica de fusión celular y fusión de protoplastos. Carlson en 1972 produjo con éxito plantas híbridas mediante la fusión de protoplastos entre Nicotiana glauca X N. langsdorfii. Power (& # 821776) obtuvo híbridos entre Petunia hybrida y P. parodii mediante fusión de protoplastos.

    Kaw y Wetter (& # 821777) produjeron híbridos entre el tabaco y la soja por fusión celular. Por tanto, las técnicas de fusión de células y de fusión de protoplastos tienen gran importancia en el fitomejoramiento. Los híbridos tetraploides fértiles de Lolium y Festuca se obtuvieron por fusión de células somáticas.

    Los embriones que no producen frutos maduros normalmente pueden cultivarse y de tales cultivos de embriones se producen plantas. El cultivo de embriones también previene la latencia de las semillas. Cooper (& # 821778) obtuvo plantas híbridas entre cebada y centeno mediante cultivo de embriones.

    Conservación de germoplasma:

    Mediante cultivo de tejidos se puede almacenar germoplasma de plantas.

    Este método puede usarse con éxito y con timidez para resolver varios problemas:

    (a) Muchas semillas, como las semillas de Citrus sp., Coffea sp., Hevea brasiliensis, etc., conservan su viabilidad durante un breve período. Estos pueden conservarse mediante cultivo de tejidos.

    (b) Las plantas de propagación vegetativa (como el banano, la patata, la batata y el ñame) que no producen semillas o que son muy heterocigotas se almacenan como esquejes o tubérculos. Esto requiere mucha mano de obra y su propagación es costosa. Este problema puede resolverse mediante cultivo de tejidos.

    Muchos árboles frutales de Rosáceas se propagan por gemación, injerto y estratificación. Mediante cultivo de tejidos es posible una rápida propagación de tales plantas.

    (c) En muchas plantas económicas, como el coco, el dátil, etc., normalmente no se produce la proliferación vegetativa. El germoplasma de tales plantas se puede conservar mediante cultivo de tejidos.

    (d) Muchos árboles se reproducen muy lentamente. Mediante cultivo de tejidos, tales pinturas se pueden multiplicar rápidamente y se forman muchas plantas con genotipos parentales.

    Para la conservación del germoplasma, las células deben almacenarse en condiciones que permitan una división celular mínima. Uno de los métodos que se intenta es almacenar células en nitrógeno líquido a una temperatura de -196 ° C.

    Para la conservación del germoplasma, se pueden almacenar puntas de brotes o plántulas. Dichos materiales almacenados se pueden utilizar cuando sea necesario.

    En el cultivo de tejidos, la división celular se puede suprimir mediante varios métodos:

    (i) Al medio puede añadirse retardante del crecimiento. Las sustancias utilizadas son ácido absícico, manitol, sorbitol, hidrazida málica, ácido succínico, etc. Los brotes de patata se almacenan satisfactoriamente en un medio que contiene hidrizida málica.

    (ii) La baja temperatura es útil para el almacenamiento de células en cultivo. Con este método se pueden almacenar cultivos de patata, batata, remolacha, uva, manzana, etc. Los cultivos templados (p. Ej. Papa) se almacenan generalmente a una temperatura de 0 a 6 ° C y los cultivos tropicales (p. Ej., Batata) a 15-20 ° C. Mediante este método, el cultivo de meristemas de fresa se ha conservado durante seis años.

    (iii) Se puede cambiar la concentración de nutrientes del medio de cultivo. Algunas sustancias necesarias para el crecimiento normal pueden suministrarse con una concentración más baja o no suministrarse en absoluto.

    (iv) Se puede cambiar la composición del gas dentro del recipiente de cultivo. La presión atmosférica o la concentración de oxígeno pueden reducirse para conservar las células.

    Producción de productos metabólicos secundarios:

    Algunas plantas producen productos metabólicos secundarios, tales como alcaloides, antivibióticos, glucósidos, resinas, taninos, saponinas, aceites volátiles, etc., que tienen una importancia económica considerable.

    Mediante cultivo celular, se han sintetizado artificialmente varios metabolitos secundarios (por ejemplo, alergias). El cultivo de plantas que producen metabolitos secundarios se puede mejorar significativamente mediante el cultivo de tejidos. Existen ciertas desventajas en la producción de metabolitos secundarios por cultivo de tejidos.

    (i) En cultivo celular, la síntesis de metabolitos secundarios y tímidos ocurre a una tasa menor que en una planta completa,

    (ii) Después de un cultivo prolongado & # 8216 in vitro & # 8217, la producción de metabolitos secundarios puede disminuir o incluso detenerse,

    (iii) El costo de la producción a gran escala de metabolitos secundarios en cultivo celular es alto. Por lo tanto, el cultivo de tejidos solo produce metabolitos secundarios muy raros y costosos.


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