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Efecto del aumento de la concentración extracelular de Na + sobre el voltaje en reposo y la probabilidad de que ocurra un potencial de acción

Efecto del aumento de la concentración extracelular de Na + sobre el voltaje en reposo y la probabilidad de que ocurra un potencial de acción


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Si aumenta la concentración extracelular de Na +, ¿cómo afectará esto al voltaje de reposo y la probabilidad de que ocurra un potencial de acción de?

Explique el uso de la ecuación de voltaje de Goldman-Hodgkin-Katz si tiene ese conocimiento. Normalmente puedo entender funciones y relaciones matemáticas.

Mi conjetura es que la membrana se hiperpolarizará más y la probabilidad de un potencial de acción disminuirá. He leído algunos explican lo contrario y me gustaría recibir ayuda para confirmar o negar mi comprensión actual.


La dependencia de la concentración extracelular de K + de las corrientes externas a través de los canales Kir2.1 está regulada por el Na + y el Ca 2+ extracelulares *

Se sabe desde hace más de tres décadas que las corrientes Kir hacia el exterior (IK1) aumentan con el aumento de la concentración extracelular de K + ([K +]o). Aunque este aumento en IK1 puede tener impactos significativos en condiciones cardíacas fisiopatológicas, donde [K +]o puede ser tan alto como 18 m my por lo tanto predisponer al corazón a arritmias ventriculares reentrantes, el mecanismo subyacente no ha sido claro. Aquí, mostramos que la pendiente [K +]o dependencia de I hacia el exterior mediada por Kir2.1K1 se debió a [K +]o-inhibición dependiente de I externoK1 por Na + y Ca 2+ extracelulares. Esto podría explicarse por la inhibición de Na + / Ca 2+ de IK1 mediante el cribado de cargas superficiales negativas locales. De acuerdo con esto, el Na + y el Ca 2+ extracelulares redujeron la corriente de un solo canal hacia el exterior y no aumentaron el ruido de estado abierto ni disminuyeron el tiempo medio abierto. Además, la neutralización de las cargas superficiales negativas con un agente esterificante de carboxilato inhibió la IK1 en un [K +] similaro-dependiente como Na + / Ca 2+. Los estudios de mutagénesis dirigida al sitio identificaron a Asp 114 y Glu 153 como la fuente de cargas superficiales. La reducción de la activación de K + y los efectos electrostáticos superficiales en un mutante R148Y imitaba la acción del Na + y Ca 2+ extracelulares, lo que sugiere que, además de ejercer un efecto electrostático superficial, el Na + y el Ca 2+ podrían inhibir la IK1 inhibiendo la activación de K +. Este estudio identificó interacciones de K + con Na + y Ca 2+ que son importantes para el [K +]o dependencia de I hacia el exterior mediada por Kir2.1K1.


Efecto del aumento de la concentración extracelular de Na + sobre el voltaje en reposo y la probabilidad de que se produzca un potencial de acción - Biología

Al final de esta sección, podrá hacer lo siguiente:

  • Describir la base del potencial de membrana en reposo.
  • Explicar las etapas de un potencial de acción y cómo se propagan los potenciales de acción.
  • Explicar las similitudes y diferencias entre las sinapsis químicas y eléctricas.
  • Describir la potenciación a largo plazo y la depresión a largo plazo.

Todas las funciones realizadas por el sistema nervioso, desde un simple reflejo motor hasta funciones más avanzadas como tomar una memoria o tomar una decisión, requieren neuronas para comunicarse entre sí. Mientras que los humanos usan palabras y lenguaje corporal para comunicarse, las neuronas usan señales eléctricas y químicas. Al igual que una persona en un comité, una neurona generalmente recibe y sintetiza mensajes de muchas otras neuronas antes de "tomar la decisión" de enviar el mensaje a otras neuronas.

Transmisión de impulsos nerviosos dentro de una neurona

Para que el sistema nervioso funcione, las neuronas deben poder enviar y recibir señales. Estas señales son posibles porque cada neurona tiene una membrana celular cargada (una diferencia de voltaje entre el interior y el exterior), y la carga de esta membrana puede cambiar en respuesta a las moléculas de neurotransmisores liberadas por otras neuronas y estímulos ambientales. Para comprender cómo se comunican las neuronas, primero se debe comprender la base de la línea de base o carga de la membrana "en reposo".

Membranas cargadas neuronales

La membrana de la bicapa lipídica que rodea a una neurona es impermeable a las moléculas o iones cargados. Para entrar o salir de la neurona, los iones deben pasar a través de proteínas especiales llamadas canales iónicos que atraviesan la membrana. Los canales de iones tienen diferentes configuraciones: abiertos, cerrados e inactivos, como se ilustra en la (Figura). Algunos canales de iones deben activarse para abrirse y permitir que los iones entren o salgan de la celda. Estos canales iónicos son sensibles al medio ambiente y pueden cambiar su forma en consecuencia. Los canales de iones que cambian su estructura en respuesta a los cambios de voltaje se denominan canales de iones activados por voltaje. Los canales iónicos activados por voltaje regulan las concentraciones relativas de diferentes iones dentro y fuera de la celda. La diferencia en la carga total entre el interior y el exterior de la célula se denomina potencial de membrana.

Figura 1. Los canales iónicos activados por voltaje se abren en respuesta a cambios en el voltaje de la membrana. Después de la activación, se desactivan durante un breve período y ya no se abren en respuesta a una señal.

Enlace al aprendizaje

Este video analiza la base del potencial de membrana en reposo.

Potencial de membrana en reposo

Una neurona en reposo está cargada negativamente: el interior de una célula es aproximadamente 70 milivoltios más negativo que el exterior (-70 mV, tenga en cuenta que este número varía según el tipo de neurona y la especie). Este voltaje se llama potencial de membrana en reposo y es causado por diferencias en las concentraciones de iones dentro y fuera de la célula. Si la membrana fuera igualmente permeable a todos los iones, cada tipo de ión fluiría a través de la membrana y el sistema alcanzaría el equilibrio. Debido a que los iones no pueden simplemente cruzar la membrana a voluntad, existen diferentes concentraciones de varios iones dentro y fuera de la célula, como se muestra en la (Figura). La diferencia en el número de iones de potasio cargados positivamente (K +) dentro y fuera de la célula domina el potencial de membrana en reposo ((Figura)). Cuando la membrana está en reposo, los iones K + se acumulan dentro de la célula debido a un movimiento neto con el gradiente de concentración. El potencial de membrana en reposo negativo se crea y se mantiene aumentando la concentración de cationes fuera de la célula (en el líquido extracelular) en relación con el interior de la célula (en el citoplasma). La carga negativa dentro de la célula se crea porque la membrana celular es más permeable al movimiento del ión potasio que al movimiento del ión sodio. En las neuronas, los iones de potasio se mantienen en altas concentraciones dentro de la célula, mientras que los iones de sodio se mantienen en altas concentraciones fuera de la célula. La célula posee canales de fuga de potasio y sodio que permiten que los dos cationes se difundan en su gradiente de concentración. Sin embargo, las neuronas tienen muchos más canales de fuga de potasio que de sodio. Por lo tanto, el potasio se difunde fuera de la célula a un ritmo mucho más rápido que el sodio. Debido a que salen más cationes de la célula de los que entran, esto hace que el interior de la célula se cargue negativamente en relación con el exterior de la célula. Las acciones de la bomba de sodio y potasio ayudan a mantener el potencial de reposo, una vez establecido. Recuerde que las bombas de sodio y potasio aportan dos iones K + a la célula mientras eliminan tres iones Na + por cada ATP consumido. Como se expulsan más cationes de la célula de los que se ingieren, el interior de la célula permanece cargado negativamente en relación con el líquido extracelular. Cabe señalar que los iones cloruro (Cl -) tienden a acumularse fuera de la célula porque son repelidos por proteínas cargadas negativamente dentro del citoplasma.

El potencial de membrana en reposo es el resultado de diferentes concentraciones dentro y fuera de la célula.
Concentración de iones dentro y fuera de las neuronas
Ion Concentración extracelular (mM) Concentración intracelular (mM) Relación exterior / interior
Na + 145 12 12
K + 4 155 0.026
Cl - 120 4 30
Aniones orgánicos (A−) 100

Figura 2. El (a) potencial de membrana en reposo es el resultado de diferentes concentraciones de iones Na + y K + dentro y fuera de la célula. Un impulso nervioso hace que el Na + ingrese a la célula, lo que resulta en (b) despolarización. En el potencial de acción máximo, los canales de K + se abren y la célula se (c) hiperpolariza.

Potencial de acción

Una neurona puede recibir información de otras neuronas y, si esta entrada es lo suficientemente fuerte, enviar la señal a las neuronas posteriores. La transmisión de una señal entre neuronas generalmente se realiza mediante una sustancia química llamada neurotransmisor. La transmisión de una señal dentro de una neurona (desde la dendrita al axón terminal) se realiza mediante una breve inversión del potencial de membrana en reposo llamado potencial de acción. Cuando las moléculas de neurotransmisores se unen a los receptores ubicados en las dendritas de una neurona, los canales iónicos se abren. En las sinapsis excitadoras, esta apertura permite que los iones positivos entren en la neurona y da como resultado la despolarización de la membrana, una disminución en la diferencia de voltaje entre el interior y el exterior de la neurona. Un estímulo de una célula sensorial u otra neurona despolariza la neurona objetivo a su potencial umbral (-55 mV). Los canales de Na + en el montículo del axón se abren, permitiendo que los iones positivos entren en la célula ((Figura) y (Figura)). Una vez que se abren los canales de sodio, la neurona se despolariza completamente a un potencial de membrana de aproximadamente +40 mV. Los potenciales de acción se consideran un evento & # 8220 todo-o nada & # 8221, en el sentido de que, una vez que se alcanza el potencial umbral, la neurona siempre se despolariza por completo. Una vez que se completa la despolarización, la celda debe ahora & # 8220restablecer & # 8221 su voltaje de membrana de nuevo al potencial de reposo. Para lograr esto, los canales de Na + se cierran y no se pueden abrir. Esto inicia el período refractario de la neurona, en el que no puede producir otro potencial de acción porque sus canales de sodio no se abren. Al mismo tiempo, los canales de K + activados por voltaje se abren, lo que permite que K + salga de la celda. A medida que los iones K + abandonan la célula, el potencial de membrana vuelve a ser negativo. La difusión de K + fuera de la célula en realidad hiperpolariza la célula, en el sentido de que el potencial de membrana se vuelve más negativo que el potencial de reposo normal de la célula. En este punto, los canales de sodio volverán a su estado de reposo, lo que significa que están listos para abrirse nuevamente si el potencial de membrana excede nuevamente el potencial umbral. Finalmente, los iones de K + adicionales se difunden fuera de la célula a través de los canales de fuga de potasio, lo que lleva a la célula de su estado hiperpolarizado a su potencial de membrana en reposo.

Conexión de arte

Figura 3. La formación de un potencial de acción se puede dividir en cinco pasos: (1) Un estímulo de una célula sensorial u otra neurona hace que la célula diana se despolarice hacia el potencial umbral. (2) Si se alcanza el umbral de excitación, todos los canales de Na + se abren y la membrana se despolariza. (3) En el potencial de acción máximo, los canales de K + se abren y K + comienza a salir de la célula. Al mismo tiempo, los canales de Na + se cierran. (4) La membrana se hiperpolariza a medida que los iones K + continúan saliendo de la célula. La membrana hiperpolarizada se encuentra en un período refractario y no puede disparar. (5) Los canales de K + se cierran y el transportador de Na + / K + restaura el potencial de reposo.

Los bloqueadores de los canales de potasio, como la amiodarona y la procainamida, que se utilizan para tratar la actividad eléctrica anormal en el corazón, denominada arritmia cardíaca, impiden el movimiento de K + a través de los canales de K + activados por voltaje. ¿Qué parte del potencial de acción esperaría que afectaran los canales de potasio?

Los bloqueadores de los canales de potasio ralentizan la fase de repolarización, pero no tienen ningún efecto sobre la despolarización.

Figura 4. El potencial de acción se conduce por el axón a medida que la membrana del axón se despolariza y luego se repolariza.

Enlace al aprendizaje

Este video presenta una descripción general del potencial de acción.

Mielina y la propagación del potencial de acción

Para que un potencial de acción comunique información a otra neurona, debe viajar a lo largo del axón y llegar a las terminales del axón, donde puede iniciar la liberación de neurotransmisores. La velocidad de conducción de un potencial de acción a lo largo de un axón está influenciada tanto por el diámetro del axón como por la resistencia del axón a la fuga de corriente. La mielina actúa como un aislante que evita que la corriente salga del axón, lo que aumenta la velocidad de conducción del potencial de acción. En enfermedades desmielinizantes como la esclerosis múltiple, la conducción del potencial de acción se ralentiza porque la corriente se escapa de áreas de axones previamente aisladas. Los ganglios de Ranvier, ilustrados en la (Figura), son espacios en la vaina de mielina a lo largo del axón. Estos espacios amielínicos tienen aproximadamente un micrómetro de largo y contienen canales de Na + y K + activados por voltaje. El flujo de iones a través de estos canales, en particular los canales de Na +, regenera el potencial de acción una y otra vez a lo largo del axón. Este "salto" del potencial de acción de un nodo al siguiente se denomina conducción saltatoria. Si los nodos de Ranvier no estuvieran presentes a lo largo de un axón, el potencial de acción se propagaría muy lentamente ya que los canales de Na + y K + tendrían que regenerar continuamente los potenciales de acción en cada punto a lo largo del axón en lugar de en puntos específicos. Los nodos de Ranvier también ahorran energía para la neurona, ya que los canales solo necesitan estar presentes en los nodos y no a lo largo de todo el axón.

Figura 5. Los nodos de Ranvier son huecos en la cobertura de mielina a lo largo de los axones. Los nodos contienen canales de K + y Na + activados por voltaje. Los potenciales de acción viajan por el axón saltando de un nodo al siguiente.

Transmisión sinaptica

La sinapsis o "brecha" es el lugar donde se transmite la información de una neurona a otra. Las sinapsis generalmente se forman entre los terminales de los axones y las espinas dendríticas, pero esto no es universalmente cierto. También hay sinapsis de axón a axón, dendrita a dendrita y axón a cuerpo celular. La neurona que transmite la señal se llama neurona presináptica y la neurona que recibe la señal se llama neurona postsináptica. Tenga en cuenta que estas designaciones son relativas a una sinapsis en particular; la mayoría de las neuronas son presinápticas y postsinápticas. Hay dos tipos de sinapsis: química y eléctrica.

Sinapsis química

Cuando un potencial de acción alcanza el terminal del axón, despolariza la membrana y abre canales de Na + dependientes de voltaje. Los iones de Na + entran en la célula, despolarizando aún más la membrana presináptica. Esta despolarización hace que se abran los canales de Ca 2+ dependientes de voltaje. Los iones de calcio que ingresan a la célula inician una cascada de señalización que hace que pequeñas vesículas unidas a la membrana, llamadas vesículas sinápticas, que contienen moléculas de neurotransmisores se fusionen con la membrana presináptica. Las vesículas sinápticas se muestran en la (Figura), que es una imagen de un microscopio electrónico de barrido.

Figura 6. Esta imagen pseudocoloreada tomada con un microscopio electrónico de barrido muestra un terminal de axón que se abrió para revelar vesículas sinápticas (azul y naranja) dentro de la neurona. (crédito: modificación del trabajo de Tina Carvalho, datos de la barra de escala NIH-NIGMS de Matt Russell)

La fusión de una vesícula con la membrana presináptica hace que el neurotransmisor se libere en la hendidura sináptica, el espacio extracelular entre las membranas presináptica y postsináptica, como se ilustra en la (Figura). El neurotransmisor se difunde a través de la hendidura sináptica y se une a las proteínas receptoras en la membrana postsináptica.

Figura 7. La comunicación en las sinapsis químicas requiere la liberación de neurotransmisores. Cuando la membrana presináptica se despolariza, los canales de Ca2 + dependientes de voltaje se abren y permiten que el Ca2 + ingrese a la célula. La entrada de calcio hace que las vesículas sinápticas se fusionen con la membrana y liberen moléculas de neurotransmisores en la hendidura sináptica. El neurotransmisor se difunde a través de la hendidura sináptica y se une a los canales iónicos activados por ligando en la membrana postsináptica, lo que produce una despolarización o hiperpolarización localizada de la neurona postsináptica.

La unión de un neurotransmisor específico hace que se abran canales iónicos particulares, en este caso canales controlados por ligandos, en la membrana postsináptica. Los neurotransmisores pueden tener efectos excitadores o inhibidores sobre la membrana postsináptica, como se detalla en la (Figura). Por ejemplo, cuando una neurona presináptica libera acetilcolina en la sinapsis entre un nervio y un músculo (llamada unión neuromuscular), se abren los canales postsinápticos de Na +. El Na + entra en la célula postsináptica y hace que la membrana postsináptica se despolarice. Esta despolarización se denomina potencial postsináptico excitador (EPSP) y hace que la neurona postsináptica sea más propensa a disparar un potencial de acción. La liberación de neurotransmisores en las sinapsis inhibitorias provoca potenciales postsinápticos inhibidores (IPSP), una hiperpolarización de la membrana presináptica. Por ejemplo, cuando el neurotransmisor GABA (ácido gamma-aminobutírico) se libera de una neurona presináptica, se une a los canales de Cl & # 8211 y los abre. Los iones Cl & # 8211 ingresan a la célula e hiperpolarizan la membrana, lo que hace que la neurona sea menos propensa a disparar un potencial de acción.

Una vez que se ha producido la neurotransmisión, el neurotransmisor debe eliminarse de la hendidura sináptica para que la membrana postsináptica pueda "restablecerse" y esté lista para recibir otra señal. Esto se puede lograr de tres maneras: el neurotransmisor puede difundirse lejos de la hendidura sináptica, puede ser degradado por enzimas en la hendidura sináptica o puede ser reciclado (a veces llamado recaptación) por la neurona presináptica. Varios fármacos actúan en este paso de la neurotransmisión. Por ejemplo, algunos medicamentos que se administran a los pacientes con Alzheimer funcionan inhibiendo la acetilcolinesterasa, la enzima que degrada la acetilcolina. Esta inhibición de la enzima esencialmente aumenta la neurotransmisión en las sinapsis que liberan acetilcolina. Una vez liberada, la acetilcolina permanece en la hendidura y se puede unir y desvincular continuamente de los receptores postsinápticos.

Función y ubicación del neurotransmisor
Neurotransmisor Ejemplo Localización
Acetilcolina SNC y / o SNP
Amina biogénica Dopamina, serotonina, norepinefrina SNC y / o SNP
Aminoácidos Glicina, glutamato, aspartato, ácido gamma aminobutírico SNC
Neuropéptido Sustancia P, endorfinas SNC y / o SNP

Sinapsis eléctrica

Si bien las sinapsis eléctricas son menos numerosas que las sinapsis químicas, se encuentran en todos los sistemas nerviosos y desempeñan funciones importantes y únicas. El modo de neurotransmisión en las sinapsis eléctricas es bastante diferente al de las sinapsis químicas. En una sinapsis eléctrica, las membranas presinápticas y postsinápticas están muy juntas y en realidad están conectadas físicamente por proteínas de canal que forman uniones gap. Las uniones de separación permiten que la corriente pase directamente de una celda a la siguiente. Además de los iones que transportan esta corriente, otras moléculas, como el ATP, pueden difundirse a través de los grandes poros de la unión gap.

Existen diferencias clave entre las sinapsis químicas y eléctricas. Dado que las sinapsis químicas dependen de la liberación de moléculas de neurotransmisores de las vesículas sinápticas para transmitir su señal, existe un retraso de aproximadamente un milisegundo entre el momento en que el potencial del axón alcanza la terminal presináptica y el momento en que el neurotransmisor conduce a la apertura de los canales iónicos postsinápticos. Además, esta señalización es unidireccional. La señalización en las sinapsis eléctricas, por el contrario, es prácticamente instantánea (lo cual es importante para las sinapsis involucradas en los reflejos clave) y algunas sinapsis eléctricas son bidireccionales. Las sinapsis eléctricas también son más fiables, ya que es menos probable que se bloqueen y son importantes para sincronizar la actividad eléctrica de un grupo de neuronas. Por ejemplo, se cree que las sinapsis eléctricas en el tálamo regulan el sueño de ondas lentas y la interrupción de estas sinapsis puede causar convulsiones.

Suma de señales

A veces, un solo EPSP es lo suficientemente fuerte como para inducir un potencial de acción en la neurona postsináptica, pero a menudo múltiples entradas presinápticas deben crear EPSP aproximadamente al mismo tiempo para que la neurona postsináptica se despolarice lo suficiente como para disparar un potencial de acción. Este proceso se llama suma y ocurre en el montículo del axón, como se ilustra en la (Figura). Además, una neurona a menudo tiene entradas de muchas neuronas presinápticas, algunas excitadoras y otras inhibidoras, por lo que las IPSP pueden cancelar las EPSP y viceversa. Es el cambio neto en el voltaje de la membrana postsináptica lo que determina si la célula postsináptica ha alcanzado su umbral de excitación necesario para disparar un potencial de acción. Juntos, la suma sináptica y el umbral de excitación actúan como un filtro para que el "ruido" aleatorio en el sistema no se transmita como información importante.

Figura 8. Una sola neurona puede recibir entradas tanto excitatorias como inhibidoras de múltiples neuronas, lo que da como resultado la despolarización de la membrana local (entrada de EPSP) y la hiperpolarización (entrada de IPSP). Todas estas entradas se suman en el montículo del axón. Si los EPSP son lo suficientemente fuertes como para superar los IPSP y alcanzar el umbral de excitación, la neurona se activará.

Conexión diaria

Interfaz cerebro-computadora
La esclerosis lateral amiotrófica (ELA, también llamada enfermedad de Lou Gehrig) es una enfermedad neurológica caracterizada por la degeneración de las neuronas motoras que controlan los movimientos voluntarios. La enfermedad comienza con el debilitamiento de los músculos y la falta de coordinación y, finalmente, destruye las neuronas que controlan el habla, la respiración y la deglución. Al final, la enfermedad puede provocar parálisis. En ese momento, los pacientes necesitan ayuda de máquinas para poder respirar y comunicarse. Se han desarrollado varias tecnologías especiales para permitir que los pacientes "encerrados" se comuniquen con el resto del mundo. Una tecnología, por ejemplo, permite a los pacientes escribir oraciones moviendo la mejilla. Estas oraciones se pueden leer en voz alta en una computadora.

Una línea de investigación relativamente nueva para ayudar a los pacientes paralizados, incluidos aquellos con ELA, a comunicarse y retener un grado de autosuficiencia se llama tecnología de interfaz cerebro-computadora (BCI) y se ilustra en la (Figura). Esta tecnología suena como algo salido de la ciencia ficción: permite a los pacientes paralizados controlar una computadora usando solo sus pensamientos. Hay varias formas de BCI. Algunas formas usan registros de EEG de electrodos pegados al cráneo. Estas grabaciones contienen información de grandes poblaciones de neuronas que una computadora puede decodificar. Otras formas de BCI requieren la implantación de una serie de electrodos más pequeños que un sello postal en el área del brazo y la mano de la corteza motora. Esta forma de BCI, aunque más invasiva, es muy poderosa ya que cada electrodo puede registrar potenciales de acción reales de una o más neuronas. Luego, estas señales se envían a una computadora, que ha sido entrenada para decodificar la señal y enviarla a una herramienta, como un cursor en la pantalla de una computadora. Esto significa que un paciente con ELA puede usar el correo electrónico, leer Internet y comunicarse con otros pensando en mover la mano o el brazo (aunque el paciente paralítico no pueda realizar ese movimiento corporal). Los avances recientes han permitido a una paciente paralizada encerrada que sufrió un derrame cerebral hace 15 años controlar un brazo robótico e incluso alimentarse con café con la tecnología BCI.

A pesar de los asombrosos avances en la tecnología BCI, también tiene limitaciones. La tecnología puede requerir muchas horas de entrenamiento y largos períodos de intensa concentración para el paciente, también puede requerir cirugía cerebral para implantar los dispositivos.

Figura 9. Con la tecnología de interfaz cerebro-computadora, las señales neuronales de un paciente paralizado se recopilan, decodifican y luego se envían a una herramienta, como una computadora, una silla de ruedas o un brazo robótico.

Enlace al aprendizaje

Mire este video en el que una mujer paralizada usa un brazo robótico controlado por el cerebro para llevarse una bebida a la boca, entre otras imágenes de la tecnología de interfaz cerebro-computadora en acción.

Plasticidad sinaptica

Las sinapsis no son estructuras estáticas. Pueden debilitarse o fortalecerse. Se pueden romper y se pueden crear nuevas sinapsis. La plasticidad sináptica permite estos cambios, todos necesarios para el funcionamiento del sistema nervioso. De hecho, la plasticidad sináptica es la base del aprendizaje y la memoria. Dos procesos en particular, la potenciación a largo plazo (LTP) y la depresión a largo plazo (LTD) son formas importantes de plasticidad sináptica que ocurren en las sinapsis del hipocampo, una región del cerebro que participa en el almacenamiento de recuerdos.

Potenciación a largo plazo (LTP)

La potenciación a largo plazo (LTP) es un fortalecimiento persistente de una conexión sináptica. LTP se basa en el principio de Hebbian: las células que disparan juntas se conectan entre sí. Hay varios mecanismos, ninguno completamente comprendido, detrás del fortalecimiento sináptico observado con LTP. Un mecanismo conocido involucra un tipo de receptor de glutamato postsináptico, llamado receptores NMDA (N-metil-D-aspartato), que se muestra en la (Figura). Estos receptores normalmente están bloqueados por iones de magnesio; sin embargo, cuando la neurona postsináptica es despolarizada por múltiples entradas presinápticas en rápida sucesión (ya sea de una neurona o de múltiples neuronas), los iones de magnesio son expulsados ​​permitiendo que los iones de Ca pasen a la célula postsináptica. A continuación, los iones de Ca 2+ que ingresan a la célula inician una cascada de señalización que provoca que un tipo diferente de receptor de glutamato, llamado AMPA (ácido α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazolpropiónico), se inserte en los receptores postsinápticos. membrana, ya que los receptores AMPA activados permiten que los iones positivos entren en la célula. Entonces, la próxima vez que se libere glutamato de la membrana presináptica, tendrá un efecto excitador mayor (EPSP) en la célula postsináptica porque la unión del glutamato a estos receptores AMPA permitirá que ingresen más iones positivos en la célula. La inserción de receptores AMPA adicionales fortalece la sinapsis y significa que es más probable que la neurona postsináptica se dispare en respuesta a la liberación de neurotransmisores presinápticos. Algunas drogas de abuso cooptan la vía LTP, y este fortalecimiento sináptico puede conducir a la adicción.

Depresión a largo plazo (LTD)

La depresión a largo plazo (LTD) es esencialmente lo contrario de la LTP: es un debilitamiento a largo plazo de una conexión sináptica. Un mecanismo conocido por causar LTD también involucra a los receptores AMPA. En esta situación, el calcio que ingresa a través de los receptores NMDA inicia una cascada de señalización diferente, que da como resultado la eliminación de los receptores AMPA de la membrana postsináptica, como se ilustra en la (Figura). La disminución de los receptores AMPA en la membrana hace que la neurona postsináptica responda menos al glutamato liberado por la neurona presináptica. Si bien puede parecer contradictorio, LTD puede ser tan importante para el aprendizaje y la memoria como LTP. El debilitamiento y la poda de las sinapsis no utilizadas permite que se pierdan conexiones sin importancia y hace que las sinapsis que se han sometido a LTP sean mucho más fuertes en comparación.

Figura 10. La entrada de calcio a través de los receptores NMDA postsinápticos puede iniciar dos formas diferentes de plasticidad sináptica: potenciación a largo plazo (LTP) y depresión a largo plazo (LTD). La LTP surge cuando una sola sinapsis se estimula repetidamente. Esta estimulación provoca una cascada celular dependiente de calcio y CaMKII, que da como resultado la inserción de más receptores AMPA en la membrana postsináptica. La próxima vez que se libere glutamato de la célula presináptica, se unirá tanto a NMDA como a los receptores AMPA recién insertados, despolarizando así la membrana de manera más eficiente. El LTD ocurre cuando pocas moléculas de glutamato se unen a los receptores NMDA en una sinapsis (debido a una baja tasa de activación de la neurona presináptica). El calcio que fluye a través de los receptores NMDA inicia una cascada diferente dependiente de calcineurina y proteína fosfatasa 1, que da como resultado la endocitosis de los receptores AMPA. Esto hace que la neurona postsináptica responda menos al glutamato liberado por la neurona presináptica.

Resumen de la sección

Las neuronas tienen membranas cargadas porque hay diferentes concentraciones de iones dentro y fuera de la célula. Los canales iónicos activados por voltaje controlan el movimiento de iones dentro y fuera de una neurona. Cuando una membrana neuronal se despolariza al menos hasta el umbral de excitación, se dispara un potencial de acción. Luego, el potencial de acción se propaga a lo largo de un axón mielinizado hasta las terminales del axón. En una sinapsis química, el potencial de acción provoca la liberación de moléculas de neurotransmisores en la hendidura sináptica. A través de la unión a receptores postsinápticos, el neurotransmisor puede causar potenciales postsinápticos excitadores o inhibidores despolarizando o hiperpolarizando, respectivamente, la membrana postsináptica. En las sinapsis eléctricas, el potencial de acción se comunica directamente a la célula postsináptica a través de uniones gap, grandes canales de proteínas que conectan las membranas pre y postsinápticas. Las sinapsis no son estructuras estáticas y pueden fortalecerse y debilitarse. Dos mecanismos de plasticidad sináptica son la potenciación a largo plazo y la depresión a largo plazo.

Conexiones de arte

(Figura) Los bloqueadores de los canales de potasio, como la amiodarona y la procainamida, que se utilizan para tratar la actividad eléctrica anormal en el corazón, denominada arritmia cardíaca, impiden el movimiento de K + a través de los canales de K + activados por voltaje. ¿Qué parte del potencial de acción esperaría que afectaran los canales de potasio?

(Figura) Los bloqueadores de los canales de potasio ralentizan la fase de repolarización, pero no tienen ningún efecto sobre la despolarización.

Preguntas de revisión

Para que una neurona dispare un potencial de acción, su membrana debe alcanzar ________.

  1. hiperpolarización
  2. el umbral de excitación
  3. el período refractario
  4. potencial postsináptico inhibitorio

Después de un potencial de acción, la apertura de canales ________ dependientes de voltaje adicionales y la inactivación de los canales de sodio, hacen que la membrana regrese a su potencial de membrana en reposo.

¿Cuál es el término para los canales de proteínas que conectan dos neuronas en una sinapsis eléctrica?

  1. vesículas sinápticas
  2. canales iónicos activados por voltaje
  3. proteína de unión gap
  4. bombas de intercambio sodio-potasio

¿Cuál de las siguientes moléculas es no involucrado en el mantenimiento del potencial de membrana en reposo?

Respuesta libre

¿Cómo ayuda la mielina a la propagación de un potencial de acción a lo largo de un axón? ¿Cómo ayudan los nodos de Ranvier en este proceso?

La mielina evita la fuga de corriente del axón. Los nodos de Ranvier permiten que el potencial de acción se regenere en puntos específicos a lo largo del axón. También ahorran energía para la célula, ya que los canales iónicos activados por voltaje y los transportadores de sodio y potasio no son necesarios a lo largo de las porciones mielinizadas del axón.

¿Cuáles son los pasos principales en la neurotransmisión química?

Un potencial de acción viaja a lo largo de un axón hasta que despolariza la membrana en una terminal del axón. La despolarización de la membrana hace que los canales de Ca 2+ dependientes de voltaje se abran y Ca 2+ entre en la célula. El influjo de calcio intracelular hace que las vesículas sinápticas que contienen neurotransmisores se fusionen con la membrana presináptica. El neurotransmisor se difunde a través de la hendidura sináptica y se une a los receptores de la membrana postsináptica. Dependiendo del neurotransmisor específico y del receptor postsináptico, esta acción puede causar que iones positivos (potencial postsináptico excitador) o negativos (potencial postsináptico inhibidor) entren en la célula.

Describe cómo la potenciación a largo plazo puede conducir a una adicción a la nicotina.

La potenciación a largo plazo describe el proceso mediante el cual la exposición a un estímulo aumenta la probabilidad de que una neurona se despolarice en respuesta a ese estímulo en el futuro. La exposición a la nicotina provoca una potenciación a largo plazo de las neuronas de la amígdala y activa los centros de recompensa del cerebro. A medida que continúa la exposición a la nicotina, la potenciación a largo plazo refuerza la activación de las vías de recompensa en respuesta al consumo de nicotina.


MÉTODOS

Se prepararon cortes de tejido del hipocampo a partir de ratas macho Sprague-Dawley anestesiadas con éter de 120-260 g de peso corporal (4-7 semanas de edad). Después de la decapitación, el cerebro se extrajo rápidamente del cráneo y se colocó en líquido cefalorraquídeo artificial refrigerado (ACSF) durante 1 a 2 min. Se separaron los dos hemisferios, se aisló un hipocampo y se cortaron cortes transversales de 400 μm de espesor utilizando un cortador de tejido. Las rebanadas se transfirieron a una cámara de grabación de interfaz del estilo de Oslo y se dejaron sin tocar durante al menos 90 minutos. La cámara de registro se mantuvo a una temperatura de 34,5 a 35,5 ° C. Se aireó continuamente con 95% de O2-5% CO2 (400 ml / min) y perfundido con ACSF oxigenado (1,5 ml / min). La hipoxia se indujo cambiando el suministro de gas de la cámara a 95% N2-5% CO2. El intercambio de la solución de baño tomó aproximadamente 5 minutos y la difusión de los fármacos aplicados en el corte se completó en aproximadamente 30 minutos.


El efecto de la oligomicina sobre la actividad eléctrica del músculo auricular de la rana y el efecto de la variación de [Ca 2+]0 concentración

El efecto de la oligomicina sobre la actividad eléctrica en las fibras auriculares de rana se ha estudiado utilizando la técnica de doble brecha de sacarosa de pinza de corriente y voltaje. Además, se ha medido la contracción acompañante. Los estudios de pinzamiento actuales mostraron que la oligomicina redujo tanto la amplitud máxima como la duración del potencial de acción, y también la fuerza contráctil, aumentando el efecto con la concentración. La recuperación se produjo después del lavado, pero esto también dependió de la concentración de inhibidor, y no se logró la recuperación si la concentración de inhibidor excedía un valor dado. La pinza de voltaje demostró una reducción marcada en la amplitud de la corriente de entrada lenta y un cambio negativo de los potenciales de inversión. Además, la oligomicina indujo un ligero aumento en la corriente de salida retardada, este aumento no se produjo en la fase de repolarización temprana del potencial de acción. En presencia de oligomicina con exceso de [Ca 2+]0 el potencial de acción se acortó, pero su amplitud aumentó. Exceso [Ca 2+]0 durante la inhibición también aumentó la amplitud de la corriente de entrada lenta y desplazó el potencial de inversión hacia un valor más positivo. Estos resultados sugieren que cuando se inhibe el acoplamiento de la respiración con la fosforilación oxidativa, el nivel de ATP en el sarcoplasma disminuye, lo que conduce a un aumento en la concentración de Ca 2+ libre intracelular, reduciendo así el gradiente de concentración de Ca 2+ transmembrana. Esto disminuye la fuerza impulsora de Ca 2+ que es dependiente de Ca y altera la amplitud del potencial de acción, junto con la conductancia del canal lento (que es dependiente de Ca 2+) que conduce a una reducción del acoplamiento excitación-contracción.


Mediciones de potasio extracelular por K + -microelectrodos selectivos

Los capilares de borosilicato de doble cañón se trataron con ácido sulfúrico disuelto en 30% de H2O, lavado y tratado con concentraciones crecientes de acetona para desplazar el agua y mejorar el secado. Las pipetas se secaron a 100 ° C y luego se tiraron de un extractor vertical PB-7 (Narishige). Se obtuvieron microelectrodos con un diámetro de punta de ~ 3 μM. El cilindro sensible a iones se trató con trimetilclorosilano y su punta se rellenó con la solución selectiva de potasio (cóctel FLUKA “B”). El resto del barril selectivo de potasio se llenó con KCl (140 mM). El barril de referencia se llenó con ACSF. Se utilizó un amplificador diferencial dual Dagan (IX2-700) para los registros de actividad de potasio. Las señales se digitalizaron y almacenaron en una computadora. El potencial de campo se restó del potencial registrado del barril selectivo de iones para diseccionar la contribución atribuible a los cambios en la actividad de K +. Se preparó un conjunto de microelectrodos el día antes de los experimentos. Los electrodos se calibraron antes y después de los experimentos para verificar su estabilidad en el tiempo. La relación entre la fuerza electromotriz leída por el electrómetro y el [K +] correspondiente se obtuvo ajustando la ecuación de Nicolsky-Eisenman a los puntos de calibración experimentales. Elegimos el cóctel FLUKA “B”, un intercambiador de fluidos a base de valinomicina, por su mayor selectividad por el potasio en presencia de cationes o fármacos interferentes. Para evaluar los efectos de todos los fármacos probados sobre la acumulación de K + extracelular, calibramos los electrodos en presencia y ausencia y analizamos su rendimiento. Ni Ba 2+ (200 μM) ni DHO (5 μM) afectaron la pendiente de la respuesta del electrodo, ni tampoco causaron cambios de CC en su lectura potencial, que pueden confundirse con cambios en la [K +] extracelular (Ammann 1986). Cada microelectrodo selectivo de K + (KSM) se calibró usando ACSF para el que el aumento de K + se compensó mediante la eliminación de Na + isomolar. Para la calibración se utilizaron concentraciones de potasio de 3, 4,35, 6, 12 y 30 mM, con o sin el fármaco en cuestión. Sólo se utilizaron KSM que mostraban pendientes de 40 a 60 mV para un cambio de 10 veces en [K +]. Si, después del registro, hubo una disminución en la capacidad de respuesta del KSM (hasta una pendiente de & lt40 mV / década), los resultados se descartaron. Los KSM se colocaron constantemente a una profundidad de 150 μm en CA3 estrato piramidal.


Propagación del potencial de acción

Figura 4. Propagación de un potencial de acción a lo largo de un axón. Un potencial de acción se propaga en una dirección, alejándose del cuerpo celular y hacia el bulbo terminal. Esta ilustración muestra cuatro dominios distintos de la membrana del axón y los estados conformacionales de los canales de sodio activados por voltaje en cada dominio, con el potencial de acción propagándose de izquierda a derecha. La región de la membrana que se despolariza contiene canales de sodio abiertos activados por voltaje que permiten la entrada de iones de sodio. Esto da como resultado un aumento del potencial de membrana. . Esta despolarización activará un nuevo potencial de acción en la región de la membrana inmediatamente enfrente de ella (región donde se activará el próximo potencial de acción) por la apertura de los canales de sodio activados por voltaje. Inmediatamente detrás de la región despolarizada de la membrana se encuentra la región refractaria, que no puede iniciar un nuevo potencial de acción. El potencial de acción ya se ha producido en esta región y los canales de sodio dependientes de voltaje permanecen inactivos, por lo que son resistentes a la despolarización de la membrana en la región adyacente y no se abren. Más atrás, a lo largo del axón, está la región en estado de reposo, que ha experimentado un potencial de acción y se ha recuperado del período refractario y ahora está lista para el siguiente potencial de acción.

El potencial de acción ocurre en un área relativamente pequeña de la membrana del axón. Se propaga a lo largo del axón a través de ondas de despolarización y repolarización que viajan a lo largo del bulbo terminal. En la mayoría de los invertebrados, toda la longitud del axón es capaz de generar un potencial de acción, y la despolarización inicial de un pequeño parche del axón desencadena un nuevo potencial de acción en el área adyacente del axón. Decir que el potencial de acción se propaga a lo largo del axón es algo engañoso. De hecho, se regenera de nuevo en cada nuevo parche de membrana que se extiende hacia el terminal. De esta manera, la amplitud del potencial de acción no disminuye a medida que se mueve a lo largo del axón. El potencial de acción se propaga porque la región que acaba de producir un potencial de acción es refractaria durante un breve período de tiempo, pero la región adyacente se despolariza ligeramente, lo que desencadena un nuevo potencial de acción (ver Figura 4).

Figura 5. Un axón mielinizado. La mayoría de las neuronas de los vertebrados poseen una vaina de mielina envuelta alrededor del axón. La vaina de mielina está compuesta por las membranas plasmáticas de las células de soporte. En este ejemplo de una neurona motora, el axón está rodeado por células de Schwann. La vaina de mielina se interrumpe periódicamente en los ganglios de Ranvier. Un potencial de acción solo puede ocurrir en los nodos de Ranvier. La despolarización en un nodo desencadena un potencial de acción en el nodo adyacente. Los potenciales de acción se propagan hacia el bulbo terminal.

La mayoría de los axones de los vertebrados están cubiertos por vainas de mielina, produced by support cells that act to insulate the axon and restrict the region of the axon that can produce an action potential. The myelin sheath is not continuous but has interruptions referred to as the nodes of Ranvier. Voltage-gated ion channels are clustered at these nodes, where action potentials can be renewed. In a myelinated axon, the action potential does not propagate continuously along the axon (as described above). Rather, depolarization occurs only at the nodes and the action potential at one node triggers depolarization at the next node (see Figure 5). In this fashion, the action potential is propagated along greater distances, increasing the conductance by twenty-fold.


Resultados

Action Potential Morphology

The evolution of action potential durations throughout reperfusion for each simulation are provided in Fig. 4A . Representative action potentials are shown in Fig. 5 . Inhibiting recovery produces only small changes in APD relative to control (black squares are strongly overlapped by both sets of green lines in Fig. 4 ). Interestingly, the mean APD was slightly shorter when was allowed to recover slightly to 6.4 (see Text S1).

The evolution of action potential duration (90) () (A), action potential amplitude (APA) (B), and resting membrane potential (RMP) (C) throughout reperfusion are shown for the subset of simulations shown in Fig. 3 . Values recorded at the end of preischemia, at the beginning of reperfusion (R0), and once per minute of reperfusion (R1–R10) are shown. Control and Dual Clamp simulations are represented by black squares and circles, respectively. pH Clamp and pH 7.9 simulations are represented by green circles and triangles, respectively. ATP Clamp, ATP 50, and ATP 200 simulations are represented by red circles, diamonds, and triangles, respectively. Simulations were performed using a pacing rate of 3 Hz. Results for the full set of 3 Hz simulations can be found in Text S1.

Action potentials and current traces for NCX, NaK, , , y were recorded just before the onset of ischemia, at the end of ischemia, after 1 minute of reperfusion, and after 10 minutes of reperfusion. Each panel represents 333 ms (the cycle length used in these simulations). Within each row, the scales of all four panels are shown to the far left. Control and Dual Clamp simulations are represented by black solid and dashed lines, respectively. pH Clamp and pH 7.9 simulations are represented by green dashed and solid lines, respectively. ATP Clamp, ATP 50, and ATP 200 simulations are represented by red dashed, dotted, and solid lines, respectively. For panels in the first two columns, all lines are superimposed, as the simulation protocols differed only after the onset of reperfusion.

On the other hand, phosphometabolites played a much more significant role in the evolution of action potential duration during reperfusion. In particular, most of the effects seen in the Dual Clamp simulation appear to be caused by reductions in ATP and PCr availability (strong overlap between black circles and red circles in Fig. 4 ). Also, there is a clear relationship between the amount of ATP and PCr made available during reperfusion and APD. It was noted that unless more ATP and PCr were made available than during the control simulation, APD would increase over the first two minutes of reperfusion, then fall toward a lower steady state value.

In Fig. 4B , action potential amplitudes (APA) are reported for every minute of reperfusion for each simulation, along with the starting preischemic value. As was the case for APD, phosphometabolites appear to play a bigger role in restoring normal amplitude than does pH. For both pH and phosphometabolites, there was a direct relationship between the end-reperfusion target values and mean APA. Also, as with APD, in many simulations there was an initial increase over the first two minutes of reperfusion, followed by a decrease. The presence and severity of this decrease depended on how much ATP and PCr were made available during reperfusion (red lines), or to a lesser degree, the amount of pH recovery (green lines).

The evolution of resting membrane potential (RMP) throughout reperfusion in each simulation is presented in Fig. 4C . Again, phosphometabolite availability during reperfusion appears to play a bigger role than does the extent of pH recovery. There are straightforward relationships between RMP during reperfusion and pH recovery and phosphometabolite availability. These relationships are mediated by intracellular potassium, which as discussed later, depends on NaK function.

Fig. 6 presents the mean APD, APA, and RMP during reperfusion for each of the seven simulations summarized in Fig. 3 at three different pacing rates. Action potential characteristics and ion homeostasis are all rate-dependent, so differences would be expected between pacing rates. However, despite these differences, the trends across the seven pacing protocols were the same for all three pacing rates. The shortest action potential durations and amplitudes were observed in the Dual and ATP Clamp protocols, regardless of pacing rate, while the largest durations and amplitudes were observed in the ATP 200 protocol. Similarly, RMP was most depolarized in the Dual Clamp simulations, regardless of pacing rate, while hyperpolarization was greatest with the ATP 200 protocol.

Significar , APA and RMP during reperfusion.

Each of the seven simulation protocols summarized in Fig. 3 were run at three pacing rates: 2 Hz (blue), 3 Hz (red), and 4 Hz (green). For each simulation, the mean APD (A), APA (B), and RMP (C) were calculated for the 10 minutes of reperfusion. For each pacing rate, the mean and APA values are normalized to the control simulation. Mean values for the full set of simulations that were run using a pacing rate of 3 Hz can be found in Text S1.

In summary, the extremes of action potential morphology were associated with the most extreme perturbations to ATP and PCr availability during reperfusion. Alterations to action potential morphology differ relatively little from control whether is clamped at its end-ischemic value or forced to an even higher value than control during reperfusion. In contrast, changes in action potential morphology when ATP and PCr availability are clamped at end-ischemic values are similar to those seen when both pH and phosphometabolites are clamped (Dual Clamp). These observations suggest that phosphometabolite status plays a larger role than pH during reperfusion.

Transmembrane Currents

For each simulation, we calculated the mean current through all 17 electrogenic transmembrane flux sources over the 10 minutes of simulated reperfusion. These values are reported in tables in Text S1. In each table, mean currents for the control and dual clamp (both and phosphometabolites clamped at end-ischemic values) simulations are also provided. These mean currents were normalized to their corresponding control values and are illustrated in Fig. 7 for the simulations shown in Fig. 3 (3 Hz only).

For each of 17 transmembrane currents, mean current in each simulation summarized in Fig. 3 is normalized to the corresponding control. Currents that are directly modulated by pH and/or phosphometabolite concentrations are shown in red boxes. Simulations were run using a pacing rate of 3 Hz. Mean currents for the full set of 3 Hz simulations are provided in Text S1.

Unsurprisingly, both NCX and NaK experienced substantial reductions in current when recovery was inhibited ( Fig. 7A (purple and light blue)). Both of these exchangers saw an approximate 40 percent reduction in mean current when was clamped, and demonstrated a direct relationship between mean current and the amount of pH recovery allowed. Currents through the L-type calcium channel ( Fig. 7B (blue, red, and green)) and, to a lesser extent, ( Fig. 7D (light blue)) manifested changes when different degrees of pH recovery were allowed. Para , these effects result from differences in ADP concentration (this current is sensitive to changes in ADP, which in turn responds to changes in pH), but for , which is not modulated by ADP in our model, these effects can only be the result of changes in ion concentrations and hence driving force. Additional currents, not subject to direct modulation by either pH or phosphometabolites, exhibited substantial alterations in mean current: ( Fig. 7B (purple)), ( Fig. 7C (green)), ( Fig. 7D (red)), and ( Fig. 7D (purple)). Individual current traces for NCX, NaK, and are shown below their corresponding action potentials in Fig. 5 .

When phosphometabolite availability was altered during reperfusion, some of the most dramatic results were observed in components sensitive to phosphometabolite concentrations. NaK ( Fig. 7A (purple)) and L-type calcium channel currents ( Fig. 7B (blue, red, and green lines)) experienced greater than 80 percent reductions in mean current at the lowest ATP and PCr concentrations. However, other currents exhibited significant changes despite not being modulated by phosphometabolites. Notably, NCX current changes were nearly identical to those exhibited by NaK ( Fig. 7A (purple and light blue, respectively)). Además, , y exhibited marked reductions in mean current ( Fig. 7D (dark blue, red and green lines, respectively)) at low concentrations of ATP and PCr. Conversely, these currents, especially , increased above control values when ATP and PCr concentrations were increased to levels greater than the control scenario. was dramatically greater during reperfusion in the ATP 200 simulation (see Fig. 5 , bottom row). This appears to be due to the fact that the equation determining reversal potential for this current (adopted from [15]) includes a term for intracellular sodium concentration, which was significantly lower in these simulations.

In summary, the largest alterations to transmembrane current were seen in NCX, NaK, , y . Additionally, the effects were more severe when phosphometabolite status was perturbed during reperfusion than when pH recovery was perturbed.

Ion Concentrations and pH

When pH recovery was inhibited or phosphometabolite concentrations were not allowed to return to their control values during reperfusion, intracellular sodium concentrations were elevated relative to control ( Fig. 8A ). Conversely, sodium concentrations were lower than control when either pH recovered to a more basic value or higher concentrations of ATP and PCr were allowed. Reducing phosphometabolite availability tended to produce higher peak concentrations than impairing pH recovery. With regard to mean sodium load, phosphometabolite reductions appear to play a more significant role than pH — the differences between the dual clamp simulation and pH and ATP clamp simulations were 4.30 and 0.82 mM, respectively.

Each of the seven simulation protocols summarized in Fig. 3 were run using three pacing rates: 2 Hz (blue), 3 Hz (red), and 4 Hz (green). For each simulation, the peak (circles) and mean (squares) concentrations of intracellular sodium (A) and calcium (B) were recorded during reperfusion. Results for the full compliment of 3 Hz simulations can be found in Text S1.

Inhibiting pH recovery or ATP and PCr during reperfusion produced similar peak intracellular calcium loads, although these maximum loads occurred not when any of the parameters were clamped at their end-ischemic values (i.e. pH and ATP Clamp simulations), but rather when a partial recovery of pH was allowed or the end-reperfusion target for ATP and PCr was somewhere between the end-ischemic clamp and the control protocol ( Fig. 8B (circles) and see Text S1). In terms of mean calcium load, the highest concentration was observed when extracellular pH was clamped at its end-ischemic value ( Fig. 8B (squares)). Allowing extracellular pH to recover to a more basic value, or allowing more ATP and PCr during reperfusion, resulted in lower calcium concentrations relative to control. The dual clamp simulation also produced lower peak calcium load than control, but mean calcium load was slightly higher than control and SR calcium was relatively depleted (not shown). This loss of dynamic range is not surprising, as calcium-handling components of the model are inhibited by low pH and ATP availability.

The relationships between perturbations to pH and phosphometabolite status and sodium and calcium loads persisted across the three pacing rates that we investigated. As can be seen in Fig. 8A , the highest sodium loads were observed in the Dual and ATP Clamp simulations at all pacing rates. Similarly, the lowest sodium loads at all three rates were observed in the ATP 200 simulations. The same was true for intracellular calcium load ( Fig. 8B ) general trends across the seven simulation protocols persisted regardless of the pacing rate used.

Inhibiting extracellular pH recovery or phosphometabolite availability reduced mean intracellular potassium load throughout reperfusion ( Fig. 9A ), though impaired phosphometabolite recovery produced a more substantial effect.

(A) Mean intracellular potassium concentrations. (B) Mean intracellular pH (blue diamonds) and pH after 10 minutes of reperfusion (red squares). These simulations (summarized in Fig. 3 ) were run using a pacing rate of 3 Hz. Full results can be found in Text S1.

As expected, allowing higher end-reperfusion extracellular pH targets was associated with higher end-reperfusion and mean intracellular pH values ( Fig. 9B and Text S1). On the other hand, inhibiting phosphometabolite availability resulted in trivial changes to intracellular pH recovery during reperfusion. The lowest mean and end intracellular pH values were observed in the dual clamp and pH clamp simulations, with the dual clamp scenario resulting in slightly lower pH values. Also, these were the only two simulations in which the end pH ( Fig. 9B (red squares)) was lower than the mean pH (blue diamonds). This appears to be related to the fact that even when extracellular pH is clamped at its end-ischemic value, there is still a significant, albeit temporary recovery in intracellular pH during the first two or so minutes of reperfusion. Following this recovery, abruptly decreases, falling to levels slightly lower than observed at the beginning of reperfusion ( Fig. 10 (red and green lines)). This transient recovery is likely created by a washout of extracellular carbon dioxide, allowing a rapid decrease in intracellular carbon dioxide levels. There may also be a smaller contribution from increased bicarbonate flux through the NBC as extracellular bicarbonate is replenished during reperfusion.

Intracellular pH values during simulated ischemia (gray region) and reperfusion are shown for simulations in which extracellular pH was clamped at the end-ischemic value (green and red lines) or allowed to recover to a specified target (blue, purple, and brown lines). Extracellular pH profiles for these simulations can be seen in Text S1.

Mean ADP concentrations during reperfusion are reported in Text S1. Of note is the mean concentration in the phosphometabolite clamp simulation (𠇊TP Clamp”). This extraordinarily high concentration is caused by the fact that intracellular pH is allowed to recover (as opposed to the dual clamp simulation) but ATP and PCr are held at their low end-ischemic concentrations. The relationship between ATP, PCr, intracellular pH, and ADP can be seen in Text S1 (Eq. S6). When intracellular pH is allowed to recover, relatively low proton concentrations, together with low PCr concentration (which is substantially greater than ATP concentration and thus plays a bigger role), result in a high concentration of ADP.

In summary, suppressing either pH recovery or the recovery of ATP and PCr during reperfusion was associated with elevated concentrations of intracellular sodium and calcium, though the correlation was weaker for the latter. Making more ATP and PCr available than in the control simulation was associated with reduced sodium and calcium loads.


MÉTODOS

Computational Methods

The Markov formulation of NaV1.1 IN / A ( Fig. 1 ) is an extension of the Clancy-Rudy model of the cardiac Na + channel (Clancy and Rudy, 1999, 2002) based on modeling efforts by Horn and Vandenberg (Horn and Vandenberg, 1984 Vandenberg and Horn, 1984).

Markov model of the WT brain Na + channel isoform NaV1.1. The model contains nine coupled states that represent channel activation, inactivation, and recovery from inactivation. Consulte el texto para obtener más detalles.

Modeling macroscopic currents

Macroscopic current density is given by

PAGO,s is the sum of all channel open probabilities, Vmetro is the membrane potential, and miRvdo is the reversal potential. GRAMOs is the maximum membrane conductance density (channel density (σ) times the unitary channel conductance (gramos)).

The changes in channel-state probabilities are described by first-order differential equations. Asumiendo norte discrete channel states, then the probability of the channel residing in a particular state PAGI at any time satisfies

los norteth state probability can be determined as the difference between 1 and the sum of the other norte − 1 state probabilities. The voltage- (Vmetro) dependent rate constants, kij, describe the transition from state I to state j. Initial conditions are obtained by finding values for state probabilities from the steady-state equation

Assuming that the probability in each state I at time tnorte es

dPI is calculated at each time step. Picard iterates are computed by a second order Runge-Kutta procedure to obtain the dynamic values of PAGI. The steady-state probability is used for PAGI(t0) by allowing the simulated cell to rest until equilibrium is achieved (no change in computed parameters).

Single-channel gating

Stochastic properties of individual ion channels can be simulated as follows:

Given a simplified two-state model C ←→ O, where at time = 0, the rate constant for the forward transition is Automóvil club británico and the rate for the reverse transition is cama y desayuno, the channel resides in the C (closed) state, then the probability that the channel will transition to the O (open) state is determined by mi −(aa)T = r, dónde T = en(r)/−Automóvil club británico, dónde r is a random number between 0 and 1. When time = T, then the channel will make a transition. The random number is generated by the computer function that is seeded by the internal clock, thereby ensuring that the sequence of random number generation is distinct each time. Microscopic reversibility was ensured by fixing the products of the forward and reverse transition rates in closed loops of the model.

All the simulations were encoded in C/C++ using Apple Developer Tools (Apple, Cupertino, CA). Simulations were implemented (double precision) on an Apple Macintosh dual 800MHz G4 processor running Apple OS X. Computer code used for computations in this article is available upon request by e-mailing [email protected] Digitizelt software (ShareIt! Inc., Greensburg, PA) was used to extract experimental data from published plots.


DISCUSIÓN

In this study, we have constructed a novel model specific to rabbit Purkinje electrophysiology by integrating all experimental data available in the literature. The model was tested by performing a sensitivity analysis and comparing simulation results with experimental recordings in physiological conditions and under a variety of pharmacological interventions, including those key to the investigation of EAD mechanisms. This is the first model of rabbit Purkinje electrophysiology that is based specifically on rabbit data and that has been validated and tested using a sensitivity analysis. Some of the most recently published Purkinje models (1, 38) are based mainly on modifications of ventricular models. These apparently are not capable of reproducing EADs often observed in Purkinje preparations, even after large (up to 5 times) increases in L-type Ca 2+ conductance. One recent model of Purkinje electrophysiology (33) is primarily based on kinetic data from human ion channel isoforms.

The model presented here reproduces the low safety factor repolarization process of rabbit Purkinje cells. As a consequence, it allows insights into the effects of drug-induced changes in ionic current conductances as well as EAD generation and suppression.

Under physiological conditions, the AP morphology and duration of rabbit Purkinje cardiomyocytes, as well as rate dependence, are strongly determined by Na + and K + current properties, and specifically INaL, IK1, y IKr. However, changes on those currents of even up to 400% do not lead to EAD generation in rabbit Purkinje cells (Fig. 5). In contrast, our results reveal that alterations in L-type Ca 2+ current properties are essential for the generation of EADs in rabbit Purkinje cells (Fig. 5) even though their effect on rabbit Purkinje electrophysiology is small under physiological conditions.

Increased Ca 2+ influx caused by large GCaL is essential for EAD formation in both rabbit Purkinje isolated cardiomyocytes and fibers (Fig. 6). This finding explains experimental findings reporting EADs caused by β-adrenergic stimulation with 1 μM isoproterenol in rabbit Purkinje myocytes (16) and also EAD suppression with verapamil in rabbit Purkinje fiber strands (30). January and Riddle (18) also showed that the ICaL agonist Bay K 8644 induced EADs in sheep Purkinje preparations, whereas Cordeiro et al. (8) also implicated Ca 2+ influx in EAD generation by reporting a rise in peripheral Ca 2+ transient during EAD in rabbit Purkinje preparations. Experimental findings therefore are consistent with the simulation results.

For ventricular myocytes, mathematical models have been used to elucidate the mechanisms of EAD generation and suppression. L-type Ca 2+ channels were predicted to be involved in EAD dynamics by several investigators. For example, Priebe and Beuckelmann (27) concluded that, in their model of a human ventricular myocyte, EAD are primarily carried by a Ca 2+ current. Similarly, Ca 2+ entry through L-type Ca 2+ channel was suggested to play a key role in EAD formation during hypoxia (14) in a guinea pig mathematical cell model. Nevertheless, important differences in the underlying mechanisms of EAD generation between ventricular and Purkinje myocytes seem to exist. For example, Clancy and Rudy (5) predicted EAD formation in the presence of a Na + channel mutation leading to LQT syndrome without any L-type Ca 2+ channel alteration. The differences could be because of the different Ca 2+ dynamics in the two cell types: the regulatory action of Ca 2+ released from the sarcoplasmic reticulum in the presence (ventricles) or absence (Purkinje) of a T tubular structure could possibly explain why, in ventricular models, it is possible to generate EAD without direct interventions on L-type channels. According to our simulations, an increase in GCaL is necessary for EAD generation in Purkinje cells, while ICaL voltage-dependent inactivation dynamics act as a modulator. Therefore, fast inactivation dynamics (small τCaL values) promote EAD formation in rabbit Purkinje cells, and slow voltage-dependent inactivation (large τCaL) can suppress them, even in the presence of large GCaL (Fig. 7).

Because this model is intended to focus on the interactions between ionic currents, Ca 2+ dynamics, and transmembrane potential, we did not include any description of intracellular pathways or effects of interactions between cytoplasm and the nucleus as well as between cytoplasm and mitochondria. It is recognized that such interactions could have nonnegligible effects on the electrophysiology of the cell on certain circumstances. An extended version of this model with more detailed descriptions of intracellular processes might be useful for addressing specific questions regarding the relationship between the AP and such intracellular processes.

The mechanisms of EAD formation are similar in rabbit Purkinje isolated cells and fibers. However, intercellular coupling is a strong modulator because of electrotonic flow of current. The parameter space comprising pairs of GCaL y τCaL values resulting in EADs is reduced in rabbit Purkinje fibers compared with isolated cells (Fig. 6). This finding is in good agreement with previous studies by Huelsing et al. (16) reporting suppression of isoproterenol-induced EAD in isolated rabbit Purkinje myocytes coupled to an electrical resistance. In fact, our results show that an increase in only GCaL can result in EADs in rabbit isolated cells, whereas a simultaneous increase in GCaL and decrease in τCaL is required for EAD generation in rabbit Purkinje fibers (Fig. 6, fondo).

Recent studies have suggested that the efficacy of β-blockers as an anti-arrhythmic agent can be explained by EAD suppression in ventricular myocytes. Our findings suggest that their efficacy could also be related to reduction of Ca 2+ entry and EAD likelihood in Purkinje electrophysiology. Our study has focused on rabbit Purkinje electrophysiology due to the availability of experimental data (as well as the lack of human data) and the known similarity of rabbit and human electrophysiology. Although extrapolation of our findings to humans needs to be made with caution, our study suggests that pharmacological interventions that decrease Ca 2+ influx (by reducing Ca 2+ channel conductance or suppressing adrenergic stimulation) or that slow down ICaL inactivation dynamics could be effective in preventing the appearance of proarrhythmic repolarization abnormalities and arrhythmias originating in Purkinje cells.